Molekulares Pathogenscreening von Lausfliegen (Diptera: Hippoboscidae) von Haus- und Wildwiekäuern in Österreich

Parasites & Vectors Band 16, Artikelnummer: 179 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Hippoboscidae (Diptera: Hippoboscidae), auch bekannt als Lausfliegen oder Keds, sind obligat blutsaugende Ektoparasiten bei Tieren und zufällig auch bei Menschen. Die mögliche Rolle von Hippobosciden als Überträger menschlicher und veterinärmedizinischer Krankheitserreger wird zunehmend untersucht, das Vorkommen und die Verbreitung von Infektionserregern in Lausfliegen ist in Teilen Europas jedoch noch unbekannt. Hier berichten wir über den Einsatz molekularer Genetik zur Erkennung und Charakterisierung vektorübertragener Krankheitserreger in Hippoboscid-Fliegen, die Haus- und Wildtiere in Österreich befallen.

Zwischen 2015 und 2019 wurden in ganz Österreich Lausfliegen von natürlich befallenen Rindern (n = 25), Schafen (n = 3) und Rothirschen (n = 12) gesammelt. Einzelne Insekten wurden morphologisch auf Artebene identifiziert und einer DNA-Extraktion unterzogen Molekulares Pathogen-Screening und Barcoding. Die genomische DNA jeder Lausfliege wurde auf Borrelia spp., Bartonella spp., Trypanosomatida, Anaplasmataceae, Filarioidea und Piroplasmida untersucht. Erhaltene Sequenzen von Trypanosomatida und Bartonella spp. wurden außerdem durch phylogenetische und Haplotyp-Netzwerkanalysen charakterisiert.

Insgesamt wurden 282 Hippoboscid-Fliegen identifiziert, die drei Arten entsprachen: Hippobosca equina (n = 62) von Rindern, Melophagus ovinus (n = 100) von Schafen und Lipoptena cervi (n = 120) von Rothirschen (Cervus elaphus). Das molekulare Screening ergab bei 54,3 % der Hippobosciden Pathogen-DNA, einschließlich Infektionen mit einem (63,39 %), zwei (30,71 %) und bis zu drei (5,90 %) unterschiedlichen Pathogenen bei derselben Person. Bei 36,9 % der Lausfliegen wurde Bartonella-DNA nachgewiesen. Lipoptena cervi wurde mit 10 verschiedenen und bisher nicht gemeldeten Bartonella sp. infiziert. Haplotypen, von denen einige eng mit Stämmen mit zoonotischem Potenzial verbunden sind. DNA von Trypanosomatiden wurde in 34 % der Hippobosciden identifiziert, einschließlich der Erstbeschreibung von Trypanosoma sp. in H. equina. Anaplasmataceae-DNA (Wolbachia spp.) wurde nur in M. ovinus (16 %) nachgewiesen, während < 1 % der Lausfliegen positiv auf Borrelia spp. war. und Filarioidea. Alle Hippoboscide waren negativ für Piroplasmida.

Molekulargenetische Untersuchungen bestätigten das Vorhandensein mehrerer Krankheitserreger in Hippobosciden, die Haus- und Wildwiederkäuer in Österreich befallen, darunter neuartige Krankheitserreger-Haplotypen mit zoonotischem Potenzial (z. B. Bartonella spp.) und der erste Bericht über Trypanosoma sp. in H. equina, was auf eine mögliche Rolle dieser Lausfliege als Überträger tierischer Trypanosomatiden schließen lässt. Experimentelle Übertragungsstudien und eine erweiterte Überwachung von Hippoboscid-Fliegen und Hippoboscid-assoziierten Krankheitserregern sind erforderlich, um die Kompetenz dieser Ektoparasiten als Überträger von Infektionserregern im One-Health-Kontext zu klären.

Hippoboscidae (Diptera: Hippoboscidae), auch bekannt als Lausfliegen oder Keds, sind obligatorische blutsaugende Ektoparasiten, die weltweit Säugetiere und Vögel befallen [1]. Bisher konzentrierten sich die meisten Forschungen zu Hippobosciden auf das Verständnis ihrer Biologie, Evolution, Wirtsspezifität und den Einfluss ihres hämatophagen und beißenden Verhaltens auf Tiere und Menschen [2,3,4,5,6,7,8]. Verschiedene Lausfliegenarten der Gattungen Melophagus spp., Lipoptena spp. und Hippobosca spp. Es wurde beschrieben, dass sie in Europa häufig Haus- und Wildhuftiere befallen [9,10,11] und gelegentlich auch Menschen und Haustiere befallen [12,13,14,15]. Tatsächlich scheint es, dass Hippoboscid-Fliegen seit Jahrtausenden Menschen angegriffen haben, wie die Identifizierung des Hirschkükens Lipoptena cervi auf der spätneolithischen Menschenmumie „Ötzi“ in den Ötztaler Alpen nahelegt [16]. Aufgrund ihrer blutsaugenden Natur, ihrer weiten Verbreitung und des breiten Wirtsspektrums einiger Arten können Hippoboscid-Fliegen auch als potenzielle Überträger von Infektionskrankheiten innerhalb von Tierpopulationen sowie zwischen Tieren und Menschen fungieren [17].

Hippoboscid-Fliegen werden seit über einem Jahrhundert auf ihre Rolle als Überträger tierischer Krankheitserreger untersucht [18, 19], wobei molekulare Studien in den letzten zwei Jahrzehnten mehrere Hippoboscid-assoziierte Krankheitserreger von medizinischer und veterinärmedizinischer Bedeutung bei verschiedenen Lausfliegenarten bestätigt haben [17] . In Hippoboscid-Fliegen, die in einigen europäischen Ländern von Haus- und Wildwiederkäuern gesammelt wurden, wurde ein breites Spektrum vektorübertragener Bakterien und Protozoen identifiziert, darunter Anaplasma spp., Babesia spp., Bartonella spp., Borrelia spp., Mycoplasma spp., Rickettsia spp ., Theileria spp. und Trypanosoma spp. [20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31]. Trotz dieser Forschungsbemühungen bestehen in Europa, einschließlich Österreich, immer noch große Wissenslücken hinsichtlich des Vorhandenseins und der Überwachung neu auftretender vektorübertragener Krankheiten bei Hippoboscid-Fliegen. Angesichts der weiten Verbreitung frei lebender Wildwiederkäuer, die als Reservoir für Infektionserreger in Österreich fungieren können [32, 33] und der zunehmenden menschlichen Präsenz in Gebieten, in denen Wildtiere aufgrund von Arbeits- oder Freizeitaktivitäten besiedelt sind, ist die Vektorrolle zudem von Bedeutung von Hippobosciden bedarf weiterer Aufklärung.

Ziel der vorliegenden Studie war es, mithilfe molekularer Techniken das Vorhandensein von vektorübertragenen Krankheitserregern in Hippoboscid-Fliegen, die heimische und wilde Wiederkäuer in Österreich befallen, nachzuweisen. Darüber hinaus wurde ein DNA-Barcoding der Hippoboscid-Fliegen durchgeführt, um ihre Identität zu bestätigen und zu charakterisieren.

Hippoboscid-Fliegen wurden zwischen 2015 und 2019 an verschiedenen Standorten in Österreich von Rothirschen (Cervus elaphus; n = 12), Schafen (Ovis aries; n = 3) und Rindern (Bos taurus; n = 25) gesammelt (Abb. 1). . Hippobosciden, die Rothirsche befallen, wurden im November/Dezember 2016 und 2017 von erlegten Tieren an drei Standorten beprobt: Schwaz (Abb. 1A) und Kufstein (Abb. 1B) im Bundesland Tirol und Bludenz (Abb. 1C) im Bundesland Land Vorarlberg. Gejagte Rothirsche aus diesen Gebieten werden im Rahmen der Tuberkuloseüberwachung bei Wildtieren durch die Österreichische Agentur für Gesundheit und Ernährungssicherheit (AGES) routinemäßig untersucht. Hippoboscide wurden aus der Kopfhaut von 12 kürzlich gejagten Rothirschen gesammelt, die dem AGES-Labor vorgelegt wurden, wobei schätzungsweise 20–30 % aller gejagten Rothirsche, die im Rahmen des Überwachungsprogramms untersucht wurden, Hirschkühe enthielten (W. Glawischnig, persönliche Mitteilung). Von den untersuchten Tieren wurden insgesamt 120 Lausfliegen beprobt. Lausfliegen von Schafen wurden im März 2018 direkt auf einem Bauernhof in Leobersdorf, Bundesland Niederösterreich, gewonnen (Abb. 1D). Zum Zeitpunkt der Probenahme verfügte der Betrieb über eine Herde von 30 ausgewachsenen Schafen, wobei bei 100 % der Tiere Keds festgestellt wurden. Insgesamt wurden 100 Schafkeilen direkt von 3 erwachsenen Schafen beim Scheren gesammelt. Hippoboscide von Rindern wurden im Juli/August 2016 und 2017 im Raum Saalfelden, Bundesland Salzburg (Abb. 1E), im Rahmen einer zweijährigen epidemiologischen Studie, bei der die Tiere in regelmäßigen Abständen untersucht wurden, von Weidetieren gesammelt die Weidesaison [34]. Je Anlass wurden 31 bis 57 Rinder visuell untersucht, wobei bei bis zu 33 % der Rinder Läusefliegen beobachtet wurden (Höhepunkt des Befalls im August). Zwischen 2016 und 2017 wurden insgesamt 61 Hippoboscid-Individuen von 24 Rindern aus Saalfelden gesammelt (wobei einige Lausfliegen vom selben Tier gesammelt wurden), nachdem die Insekten auf dem Haarkleid der Rinder visuell identifiziert wurden. Eine weitere Lausfliege von Rindern wurde im Juli 2019 in Eisenstadt gesammelt (Bundesland Burgenland, Abb. 1F). An allen Probenahmestellen wurden Hippoboscide manuell oder mit einer feinen Pinzette von Haaren/Wolle getrennt und sofort entweder trocken oder in Ethanol in einzelnen Eppendorf-Röhrchen gelagert. Alle Hippoboscide wurden mithilfe eines Stereomikroskops (Nikon SMZ1270, Tokio, Japan) und morphologischer Schlüssel [35, 36] auf Artenebene identifiziert, gefolgt von einer DNA-Extraktion.

Herkunft der Hippoboscid-Fliegen aus Österreich. Sammelstellen von Hippoboscid-Fliegen von Haus- und Wildwiekäuern in Schwaz (A), Kufstein (B), Bludenz (C), Leobersdorf (D), Saalfelden (E) und Eisenstadt (F) in Österreich. Weitere Informationen finden Sie im Haupttext

Die einzelnen Hippoboscide wurden einer vollständigen DNA-Extraktion zum molekularen Pathogen-Screening und zur Barcode-Kennzeichnung von Insekten unterzogen. Einzelne Hippoboscide wurden mit 180 μl Puffer ATL (DNeasy Blood & Tissue Kits, Qiagen) in 1,5-ml-Eppendorf-Röhrchen gemischt und zwei 1,4-mm-Keramikperlen (Qiagen, Hilden, Deutschland) pro Röhrchen hinzugefügt, gefolgt von einer mechanischen Homogenisierung in einem TissueLyser II (Qiagen, Hilden, Deutschland) bei Raumtemperatur für 6 Minuten. Dann wurden 20 μl Proteinase K hinzugefügt und die Röhrchen wurden gevortext und über Nacht bei 56 °C inkubiert. Nach der Inkubation wurde die Gesamt-DNA aus Insektenmaterial mit dem QIAGEN DNeasy Blood & Tissue Kit (QIAGEN, Hilden, Deutschland) gemäß den Anweisungen des Herstellers extrahiert.

Um die Artidentität zu bestätigen und die genetische Vielfalt der gesammelten Hippobosciden zu untersuchen, wurden ausgewählte Exemplare einer DNA-Barcode-Analyse unterzogen. Die aus 21 Hippobosciden extrahierte Gesamt-DNA wurde verwendet, um eine Region innerhalb des mitochondrialen COI der Insekten durch konventionelle PCR [37] zu amplifizieren, wie in Tabelle 1 beschrieben. Die PCR-Produkte wurden bei LGC Genomics GmbH (Berlin, Deutschland) sequenziert. Die resultierenden COI-Sequenzen wurden zur taxonomischen Charakterisierung der Hippoboscid-Arten durch Vergleich mit verfügbaren Sequenzen in der GenBank-Nukleotiddatenbank zur Identifizierung von Organismen mithilfe von BLAST (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) und BOLD verwendet (www.boldsystems.org, abgerufen am 01. Juni 2022).

Die erhaltene DNA jeder Hippoboscid-Fliege wurde auf das Vorhandensein mehrerer durch Vektoren übertragener Krankheitserreger gescreent, indem ausgewählte Gene unter Verwendung von Primern und PCR-Protokollen, die in Tabelle 1 zusammengefasst sind, anvisiert wurden. Die Hippoboscids wurden durch konventionelle PCR auf Bakterien der Familie Anaplasmataceae (16S-ribosomale RNA) gescreent. , die Gattung Borrelia (16S-ribosomale RNA) und die Gattung Bartonella (Citrat-Synthase-Gen – gltA) sowie für Nematoden der Superfamilie Filarioidea (mitochondriales Cytochrom-C-Oxidase-Untereinheit-I-Gen – COI). Darüber hinaus wurde die DNA mithilfe von Nested-PCRs auf Parasiten der Ordnungen Trypanosomatida (18S-ribosomale RNA) und Piroplasmida (18S-ribosomale RNA) untersucht. Die PCR-Methoden basierten auf zuvor veröffentlichten Protokollen [38,39,40,41,42], mit Ausnahme des verschachtelten PCR-Protokolls für Trypanosomatida, das für die vorliegende Studie entwickelt wurde. Die letztgenannten Primer wurden auf der Grundlage aller auf GenBank verfügbaren 18S-Sequenzen von Trypanosomatida entwickelt und ermöglichen die Amplifikation aller Stämme. Alle PCR-Reaktionen wurden in einem Eppendorf Mastercycler Pro (Eppendorf AG, Hamburg, Deutschland) durchgeführt. Die PCR-Produkte wurden bei 15 °C gelagert, bis die amplifizierten Regionen von Interesse durch Elektrophorese in 2 %igen Agarosegelen bestätigt wurden, die mit dem Farbstoff Midori Green Advanced (Biozym Scientific, Deutschland) gefärbt waren. Für die untersuchten Krankheitserreger positive PCR-Produkte wurden bei der LGC Genomics GmbH (Berlin, Deutschland) mithilfe von Amplifikationsprimern sequenziert. Die Sequenzen wurden mit BioEdit [43] zusammengestellt und mithilfe mehrerer BLAST-Suchen mit Sequenzen verglichen, die auf der NCBI GenBank (National Center for Biotechnology Information; https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) verfügbar sind.

Ausgewählte Sequenzen von Trypanosomatida und Bartonella spp. Die aus den untersuchten Hippobosciden isolierten Tiere wurden mit Modifikationen phylogenetischen Analysen wie zuvor beschrieben [44] unterzogen. Die Sequenzen wurden ausgerichtet und auf Primerbindungsregionen zugeschnitten, und die Elektropherogramme wurden manuell auf Doppelpeaks überprüft. Doppelpeaks wurden bei 19/27 Bartonella spp. identifiziert. Sequenzen, die auf eine Koinfektion mit zwei unterschiedlichen Stämmen von Bartonella sp. bei denselben Insekten. In diesen Fällen wurden die Phasen der beiden Stämme aufgehoben, um einzelne Sequenzen zu erhalten, und als einzelne Sequenzen in die GenBank hochgeladen. Jeder Stamm wurde separat in die GenBank hochgeladen (Zugriffsnummer ON637624 – ON637640 für Trypanosomatida; OP198738 – OP198806 für Bartonella spp.) und für die phylogenetische Analyse verwendet.

Um einen Überblick über die genetische Vielfalt der nachgewiesenen (und verwandten) Trypanosomatida und Bartonella spp. zu geben. Stämme, Maximum Likelihood (ML) und Bayes'sche Inferenzbäume (BI) wurden für jede der beiden Gruppen basierend auf Alignments berechnet, die 409 Sequenzen (991 Nukleotidpositionen) für Trypanosoma spp. umfassten. und 582 Sequenzen (338 Nukleotidpositionen) für Bartonella spp. Lücken in den Alignments wurden mit TrimAl v.1.3 (45) entfernt und die Sequenzen wurden mit DAMBE v.7.0.5.1 (46) zu Haplotypen reduziert, sodass 167 Haplotypen (701 Nukleotidpositionen) für Trypanosoma spp. übrig blieben. und 261 Haplotypen für Bartonella spp. Als Außengruppe der Trypanosoma spp. Baum wurde eine Sequenz von Belchomonas wendygibsoni (KF054126) verwendet. Für Bartonella spp. war keine geeignete Sequenz als Außengruppe verfügbar, und dieser Baum hatte stattdessen eine Wurzel in der Mitte. Die ML-Bootstrap-Konsensbäume (1000 Replikate) wurden unter Verwendung des W-IQ-TREE-Webservers (47) und unter Anwendung der Modelle TIM3e + I + G4 für Trypanosoma spp. berechnet. und JC für Bartonella spp., die gemäß dem korrigierten Akaike-Informationskriterium als am besten für den Datensatz im Modelltest geeignet vorgeschlagen wurden. Die BI-Bäume wurden mit MrBayes v.3.2.7 [48] unter Anwendung des nächsten komplexen Modells GTR + G + I für Trypanosoma spp. berechnet. und JC für Bartonella spp. Die Analysen wurden über 10.000.000 Generationen (Anzahl der Ketten: 4) durchgeführt, wobei jeder tausendste Baum beprobt wurde. Die ersten 25 % der Bäume wurden als Burn-In verworfen, und auf der Grundlage der verbleibenden 7500 Bäume wurde ein 50 %-Mehrheitskonsensbaum berechnet. Die Sequenzen für die DNA-Haplotyp-Netzwerkanalysen wurden auf der Grundlage gut unterstützter Kladen in den phylogenetischen Bäumen ausgewählt (siehe Zusatzdatei 1: Abb. S1 und S2). Median-verknüpfende Haplotyp-Netzwerke wurden mit Network 10.2.0.0 (Fluxus Technology Ltd., Suffolk, UK) unter Anwendung der Standardeinstellungen berechnet. Die Netzwerke wurden im Network Publisher v.2.1.2.5 (Fluxus Technology Ltd., Suffolk, UK) grafisch aufbereitet und mit Informationen zu den Ländern und Hosts versehen und mit CorelDRAW 2021 (Corel, Ottawa, Kanada) finalisiert.

Datenverarbeitung und deskriptive Statistiken wurden in Microsoft Excel und GraphPad Prism 7 durchgeführt. Statistische Analysen wurden in R Version 4.0.3 implementiert [49]. Unterschiede in der Gesamtinfektionsrate (alle Krankheitserregergruppen zusammen) und in der Infektionsprävalenz jeder Krankheitserregergruppe unter den drei Hippoboscid-Arten wurden durch den Test gleicher oder gegebener Anteile (prop.test) und paarweisen Vergleich der Anteile mit der Holm-Bonferroni-Methode bewertet ( paarweise.prop.test). Das Risiko jeder Hippoboscid-Art, mit nur einem oder mit zwei gleichzeitigen Krankheitserregern im selben Individuum infiziert zu werden (positiv/negativ), wurde mit logistischen Regressionsmodellen (glm, Familie: „binomial“) unter Verwendung von Lausfliegenarten als erklärende Variable zur Berechnung bewertet Odds Ratios (OR) und 95 %-Konfidenzintervalle (95 %-KI). Ein Wert von P < 0,05 wurde als signifikant angesehen.

Insgesamt wurden 282 Lausfliegen von natürlich befallenen Rindern (n = 25), Schafen (n = 3) und Rothirschen (n = 12) in verschiedenen Regionen Österreichs gesammelt. Die Hippobosciden wurden als Hippobosca equina (n = 62; Abb. 2A) von Rindern, Melophagus ovinus (n = 100; Abb. 2B) von Schafen und L. cervi (n = 120; Abb. 2C) von Rothirschen identifiziert. Barcode-Analysen in BOLD von 21 einzelnen Hippobosciden (H. equina, n = 5; M. ovinus, n = 5; L. cervi, n = 11) ergaben, dass die COI-Sequenzen jeder Lausfliegenart innerhalb einer jeweiligen Barcode-Indexnummer gruppiert waren mit zuvor aus Europa, Nordafrika und Asien gemeldeten Sequenzen für H. equina (BOLD:AAX0882), M. ovinus (BOLD:AAX4771) und L. cervi (BOLD:ABX1452). Erhaltene COI-Sequenzen aus den mit Barcodes versehenen Hippobosciden wurden unter den folgenden Zugangsnummern an die GenBank übermittelt: ON129173, ON129175, ON129176, ON129178, ON129181 (H. equina); ON129174, ON129177, ON129179, ON129180, ON129182 (M. ovinus); ON341137 – ON341147 (L. cervi).

Hippoboscid-Fliegen zum molekularen Pathogen-Screening. Repräsentative Individuen von Hippobosca equina (A), Melophagus ovinus (B) und Lipoptena cervi (C), gesammelt von heimischen und wilden Wiederkäuern in Österreich

Das molekulare Screening ergab in 153/282 (54,3 %) der gesammelten Hippobosciden Pathogen-DNA, wobei es erhebliche Unterschiede zwischen den Lausfliegenarten gab (Tabelle 2). Die Schafe M. ovinus waren im Vergleich zu L. cervi (χ2 = 73,944, df = 1, P < 0,001) und H. equina (χ2 = 82,315, df = 1, P < 0,001) signifikant häufiger mit Krankheitserregern infiziert. wohingegen kein Unterschied in der Gesamtinfektionsrate zwischen L. cervi und H. equina beobachtet wurde (χ2 = 2,7502, df = 1, P = 0,09; Tabelle 2). Von allen 153 positiven Individuen der drei Hippoboscid-Arten trugen 97 nur einen Krankheitserreger (63,4 %), 47 waren mit zwei verschiedenen Krankheitserregern infiziert (30,7 %), und drei verschiedene Krankheitserreger wurden in neun M. ovinus-Proben bestätigt (5,9 %). Der Prozentsatz der Hippobosciden jeder Art, die bei denselben Individuen mit einzelnen oder mehreren Krankheitserregern infiziert sind, ist in Abb. 3 dargestellt. Von den drei Hippobosciden-Arten hatte M. ovinus im Vergleich zu H. equina eine deutlich höhere Wahrscheinlichkeit, mit mindestens einem Krankheitserreger infiziert zu sein (OR M. ovinus: 2,8 [1,4–5,9], P < 0,01), während L. cervi im Vergleich zu H. equina eine etwas höhere Wahrscheinlichkeit hatte, mit einem einzelnen Krankheitserreger infiziert zu werden (OR L. cervi [95 %-KI] 1,9 [ 0,95–4,05], P = 0,07). Bei Melophagus ovinus war die Wahrscheinlichkeit einer Infektion mit zwei gleichzeitig auftretenden Krankheitserregern signifikant höher als bei H. equina (OR = 47,1 [9,8–849,2], P < 0,001). Es wurden keine Unterschiede im Risiko der Übertragung zweier Krankheitserreger zwischen L. cervi und H. equina beobachtet (OR = 1,02 [0,1–22,1, P > 0,5].

Einzel- und Koinfektionen bei pathogenpositiven Hippoboscid-Fliegen. Prozentsatz der Hippoboscid-Fliegen, die positiv auf einen, zwei oder drei Krankheitserreger reagieren, im selben Individuum von Hippobosca equina, Melophagus ovinus und Lipoptena cervi, gesammelt von Haus- und Wildwiederkäuern in Österreich

Bartonella spp. wurde bei 36,9 % (104/282) der untersuchten Hippobosciden nachgewiesen, gefolgt von Trypanosomatida bei 34,0 % aller Lausfliegen (96/282). Es wurde festgestellt, dass Individuen von M. ovinus häufiger mit Bartonella spp. infiziert waren. im Vergleich mit H. equina (χ2 = 17,619, df = 1, P < 0,001) und mit L. cervi (χ2 = 10,283, df = 1, P < 0,001). Die Schafe von M. ovinus waren auch häufiger mit Trypanosomatida infiziert als H. equina (χ2 = 101,33, df = 1, P < 0,001) und L. cervi (χ2 = 146,95, df = 1, P < 0,001). Nur M. ovinus-Individuen waren in 5,7 % (16/282; 5,7 % aller untersuchten Hippobosciden) positiv auf Anaplasmataceae und weniger als 1 % der Lausfliegen waren positiv auf Borrelia spp. (ein Exemplar von M. ovinus) und Filarioidea (ein Exemplar von L. cervi). Alle untersuchten Hippoboscide waren Piroplasmida-negativ. Die Sequenzen der in der vorliegenden Studie untersuchten Krankheitserreger wurden in der GenBank unter folgendem Protokoll hinterlegt: Nr.: ON668330 (Borrelia spp.), ON678056 (Filarioidea), ON637624 – ON637640 (Trypanosomatida) und OP198738 – OP198806 (Bartonella spp.).

Bartonella spp. waren die am häufigsten bei H. equina und L. cervi nachgewiesenen Infektionserreger und nach Trypanosomatiden der am zweithäufigsten identifizierte Erreger bei M. ovinus (Tabelle 2, Abb. 3). In L. cervi sind mehrere isolierte Bartonella spp. gltA-Sequenzen (Citrat-Synthase-Gen) zeigten 100 % Identität mit einem Bartonella sp. Stamm isoliert aus der Fledermaus Miniopterus schreibersii in Ungarn (MK140014; siehe Zusatzdatei 2: Tabelle S1). Darüber hinaus sind verschiedene Bartonella spp. gltA-Sequenzen von L. cervi zeigten > 99 % Identität mit gemeldeten Sequenzen von B. schoenbuchensis, isoliert aus Rehen (Capreolus capreolus; GenBank-Zugriffsnr.: AJ278184; AJ278185) und aus L. cervi (AJ564634; AJ564635; Zusatzdatei 2). in Deutschland. Haplotyp-Netzwerkanalysen der isolierten Bartonella spp. gltA-Sequenzen von L. cervi ergaben zehn neue Stämme, über die bisher nicht berichtet wurde (Abb. 4 und Zusatzdatei 1), darunter ein Stamm (OP198738), der mit Bartonella sp. identisch ist. Sequenz isoliert aus der Fledermaus M. schreibersii in Ungarn (Abb. 4). Im Gegensatz zur großen Vielfalt von Bartonella spp. Bei den in L. cervi nachgewiesenen Stämmen wurde in den aus H. equina (OP198794) isolierten Sequenzen nur ein Haplotyp identifiziert, der zu 100 % mit den aus Spanien, Frankreich und Neukaledonien gemeldeten Sequenzen von Bartonella chomelii identisch war (KM215691; KM215690; JN646657; Abb. 4 und Zusatzdatei 1). Die Bartonella spp. Die in M. ovinus (OP198802) identifizierten Sequenzen zeigten 100 % Identität mit Sequenzen von Candidatus Bartonella melophagi aus M. ovinus in Peru, den USA und China und einem europäischen Igel (Erinaceus europaeus) in Tschechien (MZ089835; MT154632; Abb. 4; Zusatzdatei 2). Im BI-Baum (Zusatzdatei 1) sind die Sequenzen von B. chomelii, Candidatus B. melophagi und Bartonella sp. in einer Gruppe mit anderen Bartonella-Arten gebündelt. zuvor von Wiederkäuern berichtet (BI-posterior-Wahrscheinlichkeit [BI pp] = 1,0, ML-Bootstrap-Wert [ML bs] = 99). Die meisten Sequenzen von B. chomelii, Candidatus B. melophagi und Bartonella spp. in der vorliegenden Studie in einer Unterklasse mit B. chomelii, B. schoenbuchensis, B. capreoli und Bartonella spp. nachgewiesen. Sequenzen (BI = 1, ML = 100; Zusatzdatei 1). Nur eine Bartonella sp. Die Sequenz aus L. cervi (OP198746) wurde zusammen mit B. bovis und Bartonella spp. in eine separate Schwestergruppe eingeordnet. (BI = 0,98, ML = 85).

Genetische Vielfalt von Bartonella in Hippoboscid-Fliegen nachgewiesen. Median-verknüpfendes Haplotyp-Netzwerk der gltA-Sequenzen (338 bp) ausgewählter Bartonella spp. aus der vorliegenden und früheren Studien, die ihre geografische Verteilung (A) und die gemeldeten Wirte (B) zeigen. Kreise stellen Haplotypen dar und Zahlen innerhalb der Kreise geben die Anzahl der Individuen an. Wird keine Zahl angezeigt, ist nur eine Person vertreten. Beschriftungen neben den Kreisen geben repräsentative GenBank-Zugangsnummern der Haplotypen an; weiße Kreise stellen Zwischenknoten dar; Balken auf Zweigen, die Haplotypen miteinander verbinden, stellen die Anzahl der Substitutionen dar. Sternchen markieren Haplotypen, die in der vorliegenden Studie entdeckt wurden

Trypanosomatid-Sequenzen (18S-rRNA) wurden in allen Hippoboscid-Arten nachgewiesen und stellten mit 87 % positiven Individuen die häufigsten Krankheitserreger in M. ovinus dar (Tabelle 2, Abb. 3). Trypanosoma spp. Aus M. ovinus isolierte Sequenzen waren zu 100 % identisch mit 18S-Sequenzen von Trypanosoma melophagium aus Tschechien, Kroatien und dem Vereinigten Königreich (OM256700; HQ664912; FN666409). Die DNA-Haplotyp-Netzwerkanalyse ergab zwei unterschiedliche Stämme von T. melophagium: einen neuen Stamm (ON637626) und einen zweiten (ON637624), der mit T. melophagium-Sequenzen identisch ist, die aus M. ovinus in Kroatien, Großbritannien und Tschechien isoliert wurden (Abb. 5 und zusätzliche). Datei 1). Nur drei H.-equina-Individuen (zwei aus Saalfelden und einer aus Eisenstadt) waren positiv auf Trypanosomatiden, darunter ein Trypanosoma sp. (ON637634), die sich zusammen mit anderen Trypanosomatiden von Wiederkäuern, einschließlich Trypanosoma theileri, T. trinaperronei, T. melophagium, T. cervi und Trypanosoma spp., bildeten. (Abb. 5 und Zusatzdatei 1). Die aus H. equina erhaltenen Trypanosoma-Sequenzen hatten eine Ähnlichkeit von > 98 % mit denen von Trypanosoma cf. Cervi, isoliert aus Weißwedelhirschen in den USA (JX178196), Trypanosoma sp. aus Bremsen in Russland (MK156792-MK15794) und T. theileri aus Tsetsefliegen in der Zentralafrikanischen Republik (KR024688). Während die aus L. cervi isolierten Trypanosomatid-Sequenzen > 99 % Identität mit Sequenzen nichtparasitärer Kinetoplastiden der Gattung Bodo aus Großbritannien und den USA zeigten (AY425015; AY028450).

Genetische Diversität von Trypanosoma bei Hippoboscid-Fliegen nachgewiesen. Median-verknüpfendes Haplotyp-Netzwerk der 18S-rRNA-Sequenzen (779 bp) ausgewählter Trypanosoma spp. aus der vorliegenden und früheren Studien, die ihre geografische Verteilung (A) und die gemeldeten Wirte (B) zeigen. Kreise stellen Haplotypen dar und Zahlen innerhalb der Kreise stellen die Anzahl der Individuen dar. Wird keine Zahl angezeigt, ist nur eine Person vertreten. Beschriftungen neben den Kreisen geben repräsentative GenBank-Zugangsnummern der Haplotypen an; weiße Kreise stellen Zwischenknoten dar; Balken auf Zweigen, die Haplotypen miteinander verbinden, stellen die Anzahl der Substitutionen dar. Sternchen markieren Haplotypen, die in der vorliegenden Studie entdeckt wurden

Anaplasmataceae-Sequenzen (16S-rRNA) wurden nur bei 16 M. ovinus-Individuen nachgewiesen und weisen Sequenzen auf, die mit denen mehrerer Wolbachia-Stämme identisch sind, einschließlich eines zuvor aus M. ovinus isolierten Stamms (MF461472; KY224164; KY224163). Borrelia spp. (16S-rRNA) wurde in einem einzelnen M. ovinus nachgewiesen und hatte eine Ähnlichkeit von 93,7 % mit einem gemeldeten Borrelia sp. (CP043682), isoliert aus Zecken, die mit Sperlingsvögeln assoziiert sind. Schließlich wies ein L. cervi-Individuum die COI-Sequenz eines unbekannten Onchocercid-Nematoden (Filarioidea) auf, der der aus Sikahirschen (Cervus nippon) in Japan isolierten Mansonella perforata (AM749265) am ähnlichsten war (95,1 %).

Hier haben wir das molekulare Vorhandensein verschiedener Krankheitserreger in blutsaugenden Hippoboscid-Fliegen bestätigt, die heimische und wilde Wiederkäuer in Österreich befallen. Die drei gesammelten und untersuchten Lausfliegenarten L. cervi, M. ovinus und H. equina sind in Europa weit verbreitet [1, 50]. In der vorliegenden Studie wurden L. cervi und M. ovinus von ihren Hauptwirten, Hirschen bzw. Schafen, gesammelt, wohingegen alle H. equina von Rindern, einem ihrer fakultativen Wirte, gewonnen wurden [17]. Die drei untersuchten Hippoboscid-Arten unterschieden sich in ihren Gesamtinfektionsraten und Infektionsprävalenzen gegenüber den verschiedenen Erregergruppen, wobei M. ovinus-Proben deutlich häufiger mit mindestens einem Erreger infiziert waren als L. cervi- und H. equina-Individuen (unabhängig von der Erregergruppe). , zu Bartonella spp. und zu Trypanosomatiden. Schafkühe hatten im Vergleich zu L. cervi und H. equina auch ein höheres Risiko, sich mit zwei gleichzeitigen Erregergruppen zu infizieren. Detaillierte molekulare Analysen zeigten jedoch, dass unterschiedliche Krankheitserreger (innerhalb jeder Krankheitserregergruppe) jede Lausfliegenart infizieren; Daher ist ein Vergleich der Prävalenzen desselben Erregers zwischen Hippobosciden und ihren tierischen Wirten nicht möglich. Die verschiedenen in den drei Hippoboscid-Arten identifizierten Krankheitserreger und die wahrscheinliche Rolle dieser Hippoboscids als Überträger der identifizierten Krankheitserreger werden im Folgenden erörtert.

Bartonella spp. waren die am häufigsten nachgewiesenen Erreger bei H. equina und L. cervi und die zweithäufigsten bei M. ovinus. Alle Bartonella spp. in unserer Studie entsprachen phylogenetisch Arten der Bartonella-Linie II, die mit Stämmen assoziiert sind, die Haus- und Wildwiederkäuer infizieren [51]. Bartonella spp. wurden erstmals vor fast 20 Jahren in H. equina, L. cervi und M. ovinus beschrieben [20, 21], wobei zunehmend Hinweise auf die Rolle dieser Hippoboscide als Bartonella-Vektoren deuten [28, 30, 52, 53, 54, 55]. ,56,57]. Wichtig ist, dass wir zehn verschiedene und bisher nicht gemeldete Bartonella-Arten gefunden haben. Stämme in L. cervi, gesammelt von Rothirschen. Sieben dieser Bartonella spp. Die Stämme waren sehr ähnlich (> 99 %) B. schoenbuchensis, einem weit verbreiteten Krankheitserreger, der den Mitteldarm von Hirschkühen infiziert [20, 28, 54]. Bartonella schoenbuchensis wurde molekular in Blut- und Gewebeproben verschiedener wildlebender Huftiere nachgewiesen, darunter Rothirsche, Rehe und Elche (Alces alces), allesamt natürliche Wirte von L. cervi [1, 28, 58,59,60,61]. Unsere Ergebnisse legen nahe, dass B. schoenbuchensis und verwandte Bartonella spp. Stämme kommen in L. cervi in Österreich häufig vor und zirkulieren möglicherweise auch in den dortigen wildlebenden Rothirschpopulationen. Dies ist im One-Health-Kontext bemerkenswert, wenn man bedenkt, dass B. schoenbuchensis auf den Menschen übertragen werden kann, wie in einem Bericht über eine Bakteriämie bei einem Patienten beschrieben wird, der nach einem Zeckenstich unter Müdigkeit, Muskelschmerzen und Fieber litt [62]. Darüber hinaus wurde B. schoenbuchensis als ätiologischer Erreger der Hirschkeildermatitis bei Menschen, die von L. cervi gebissen wurden, vermutet [20], mit ähnlichen klinischen Symptomen wie die Katzenkratzkrankheit, die durch den zoonotischen Bartonella henselae verursacht wird [54, 63]. Daher muss das Vorkommen und die Verbreitung von B. schoenbuchensis bei Wildhirschen, Hirschkühen und möglicherweise anderen Arthropodenüberträgern in Österreich bestätigt werden. Zusätzlich wurde eine Bartonella sp. Der in unserer Studie aus Hirschkühen isolierte Stamm stimmte mit einem zuvor gemeldeten Bartonella sp. überein. Sequenz in der Fledermaus mit gebogenen Flügeln M. schreibersii nachgewiesen [64]. Diese Bartonella sp. und die in unserer Studie identifizierten B. schoenbuchensis-ähnlichen Stämme gruppierten sich in der DNA-Haplotyp-Netzwerkanalyse zusammen mit B. schoenbuchensis und B. chomelii. Die anderen beiden Bartonella spp. In L. cervi nachgewiesene Stämme gruppierten sich in einer separaten Subklasse und waren den Sequenzen von Candidatus B. melophagi, die von M. ovinus [65] berichtet wurden, und Bartonella sp. sehr ähnlich. isoliert aus Sikahirschen [66]. Die Vielfalt von Bartonella spp. Abstammungslinien, die in der vorliegenden Studie in Hirschkühen entdeckt wurden, und das Vorhandensein von Koinfektionen mit zwei verschiedenen Bartonella-Arten. Abstammungslinien bei mehreren Individuen deuten darauf hin, dass L. cervi Reservoire für ein breites Spektrum von Bartonella spp. sind. Stämme in Österreich. Jüngste Studien haben auch über die Erholung mehrerer Bartonella-Arten berichtet. Stämme mit zoonotischem Potenzial in Hirschkühen (Lipoptena cervi und L. fortisetosa) und in Hirschartigen in ganz Europa [27, 31, 33, 67], was impliziert, dass diese wilden Huftiere als Reservoirwirte für diese Krankheitserreger fungieren könnten. Angesichts des häufigen Vorkommens wilder Hirsche in Österreich und der zunehmenden Meldungen über Angriffe von Hirschhirschen auf Menschen in Europa [3, 6, 13, 68] ist es daher zwingend erforderlich, die Überwachung und Identifizierung zoonotischer Bartonella spp. weiter auszubauen. in Hirsch- und Hirschpopulationen.

Bartonella chomelii war die einzige Bartonella-Art, die in der vorliegenden Studie in H. equina von Rindern entdeckt wurde. Bartonella chomelii wurde erstmals in Blutproben von Kühen in Frankreich als eigenständige Bartonella-Art beschrieben [69], und spätere Berichte in verschiedenen Ländern bestätigten sein Vorkommen sowohl bei Rindern [57, 70, 71] als auch bei H. equina [21, 56, 57]. ]. Kürzlich wurde B. chomelii in molekularen Screenings auch in Zecken identifiziert, die von Nagetieren und Hunden gesammelt wurden [72, 73]. Im Gegensatz dazu wurde B. chomelii weder bei Pferden oder anderen Equiden (den Hauptwirten von H. Equina) noch bei Pferden, die H. Equina parasitieren, nachgewiesen [21, 71]. Es wurde vermutet, dass Rinder zufällige Wirte für B. chomelii sein könnten, das möglicherweise enger mit Bartonella spp. verwandt ist. von wilden Wiederkäuern als Stämme, die aus Hausrindern wie B. bovis isoliert wurden [69]. Da dies der erste Bericht über B. chomelii in Österreich ist, sind weitere Studien erforderlich, um das Vorkommen und die möglichen Auswirkungen dieses Erregers in Rinder- und Wildwiederkäuerpopulationen zu verstehen. Frühere Arbeiten deuten auf eine höhere Prävalenz von B. chomelii bei älteren Rindern (> 2 Jahre alt) und auf Bergweiden gehaltenen Tieren (> 600 m über dem Meeresspiegel) hin [57, 71]. In der vorliegenden Studie wurden B. chomelii-positive H. equina von Rindern gesammelt, die auf Bergwiesen (~ 1000 bis 1450 m über dem Meeresspiegel; Daten nicht gezeigt) in den Salzburger Alpen der Hohen Tauern weideten [34], was darauf hindeutet dass Tiere während der alpinen Beweidung einem Infektionsrisiko mit B. chomelii ausgesetzt sein könnten, obwohl dies noch bestätigt werden muss. Bisher wurde nicht nachgewiesen, dass B. chomelii bei Rindern Krankheiten auslöst, Infektionen mit der verwandten Art B. bovis wurden jedoch mit boviner Endokarditis in Verbindung gebracht [74].

Unsere Ergebnisse bestätigten, dass die Bartonella spp. Die in M. ovinus nachgewiesenen Sequenzen gehörten zu Candidatus B. melophagi, einem der häufigsten Krankheitserreger in Schafpopulationen [21, 53, 56]. Früher wurde angenommen, dass es sich nur um einen Endosymbionten von Schafskeulen handelt, der nicht auf Wiederkäuer übertragbar ist [21], doch neue Erkenntnisse haben das Vorkommen von Candidatus B. melophagi bei Schafen bestätigt, einschließlich seiner erfolgreichen Kultivierung aus Schafsblut, was darauf hindeutet, dass Schafe als Wirtsreservoir dienen können für diesen Erreger, mit M. ovinus als wahrscheinlichem Vektor [55, 75]. Es ist jedoch immer noch unklar, ob Candidatus B. melophagi bei Schafen klinische Erkrankungen verursachen kann und ob M. ovinus ein kompetenter Vektor ist, der diese Bakterien überträgt. Wichtig ist, dass Candidatus B. melophagi aus Blutproben von zwei menschlichen Patienten isoliert wurde, die unspezifische Symptome wie Herz-Kreislauf-Probleme, Schmerzen und Müdigkeit aufwiesen [76]. Obwohl diese beiden Patienten häufigen Kontakt mit Haus- und Wildtieren angaben, gab es keine Hinweise auf einen möglichen Infektionsweg oder einen tatsächlichen Kausalzusammenhang zwischen Candidatus B. melophagi-Infektionen und den klinischen Symptomen [76]. Daher müssen das zoonotische Potenzial von Candidatus B. melophagi und die Rolle von M. ovinus als dessen Vektor weiter geklärt werden.

In der vorliegenden Studie war T. melophagium die einzige in M. ovinus nachgewiesene Trypanosomatidenart, wobei die Infektionsrate bei den untersuchten Schafkühen hoch war. Es ist seit über einem Jahrhundert bekannt, dass Trypanosoma melophagium Schafe und Schafe infiziert [18, 77], und die vorliegende Studie ergänzt die wenigen früheren molekulargenetischen Untersuchungen, die seine hohe Prävalenz bei M. ovinus bestätigen, das von Schafen in Schottland gesammelt wurde [22]. Kroatien [25] und neuerdings auch Tschechien [78]. Phylogenetische Studien kamen zu dem Schluss, dass T. melophagium eine einzige Art ist, die auf M. ovinus und Schafe beschränkt ist; Es gehört zur Untergattung Megatrypanum, zu der auch andere wirtsbeschränkte Krankheitserreger gehören, die Haus- und Wildwiederkäuer infizieren, beispielsweise Trypanosoma theileri bei Rindern [25, 79]. Frühe Arbeiten berichteten von fehlender oder sehr geringer Parasitämie von T. melophagium bei Schafen, die von M. ovinus, der diesen Erreger trug, befallen waren, und es wurde vermutet, dass Schafe allein durch orale Aufnahme von Schafskeimen mit T. melophagium infiziert werden könnten [18, 25]. Bisher gibt es keine Hinweise darauf, dass T. melophagium bei Schafen Krankheiten verursachen oder auf andere Wiederkäuer oder Säugetierarten übertragen werden kann, und es wurde vermutet, dass es für infizierte M. ovinus nicht pathogen ist [80]. Dennoch deuten unsere Ergebnisse darauf hin, dass mit M. ovinus befallene Schafe in Österreich mit T. melophagium infiziert sein könnten, und dies sollte bestätigt werden, insbesondere in Schafhaltungsbetrieben, in denen Ektoparasitizide zur Bekämpfung von Schafställen kaum oder gar nicht eingesetzt werden (z. B. Biobetriebe). , wie zuvor beschrieben [25].

Unsere Arbeit identifizierte einen Trypanosoma sp. Stamm bei drei H.-equina-Individuen, die von Rindern in zwei verschiedenen Bundesländern Österreichs (Salzburg und Burgenland) gesammelt wurden. Nach bestem Wissen der Autoren ist dies der erste Bericht über Trypanosoma sp. in H. equina, was auf eine mögliche Rolle dieses Hippoboscids als neuartiger Vektor tierischer Trypanosomatiden hinweist. In unserer phylogenetischen Analyse ist dieser Trypanosoma sp. Der Stamm gruppierte sich zusammen mit Sequenzen der T. theileri-Gruppe und war Trypanosoma cf. sehr ähnlich. Cervi-Sequenzen, isoliert aus Weißwedelhirschen (Odocoileus virginianus) in den USA (81), mit T. theileri-ähnlichen Stämmen aus den Pferdebremsen Hybomitra tarandina, Chrysops divaricatus und Hybomitra muehlfeldi in Russland (82) und mit T. theileri, erhalten aus die Tsetsefliege Glossina fuscipes in der Zentralafrikanischen Republik [83]. Eine frühere Studie in Österreich ergab eine hohe Prävalenz von Arten, die zum T. theileri/cervi-Komplex bei Mücken gehören, was auf eine weitverbreitete Verbreitung dieser Krankheitserreger in tierischen Wirten, möglicherweise wilden Wiederkäuern, schließen lässt [84]. Daher ist die Trypanosoma sp. Der in der vorliegenden Arbeit in H. equina nachgewiesene Stamm könnte zur T. theileri-Gruppe/-Komplex gehören, was durch zukünftige molekulare Studien zur Überwachung von Trypanosomatiden in H. equina und Rindern unter Verwendung verschiedener Zielgene aufgeklärt werden könnte. Angesichts der Tatsache, dass T. theileri in Österreich noch nicht über eine Infektion von Rindern berichtet wurde, in Nachbarländern jedoch vorkommt [85, 86], ist die Bestätigung von T. theileri in Vektoren wie H. equina und Tabanidfliegen sowie in Österreichische Rinder, ist gerechtfertigt. Über molekulargenetische Studien zu Trypanosomatiden wie T. theileri-ähnlichen Stämmen wurde auch in den Hirschkühen Lipoptena fortisetosa und L. cervi in Polen und Tschechien berichtet (29, 78), sie wurden in der aktuellen Studie jedoch nicht nachgewiesen. In Bezug auf Trypanosomatiden, die in der Hirschart L. cervi nachgewiesen wurden, identifizierten wir Sequenzen, die sehr ähnlich zu Bodo sp. sind, bei denen es sich um nichtparasitäre Kinetoplastiden (Unterordnung Bodonina) handelt, die im Boden und im Wasser vorkommen. Obwohl Bodo spp. Obwohl aus Fledermaus-Ektoparasiten und dem Woylie Bettongia penicillate, einem australischen Beuteltier, isoliert wurden, waren diese Ergebnisse eher mit einer Umweltkontamination der Säugetierwirte als mit einer Infektion verbunden [87, 88]. Daher können wir eine Umweltkontamination in unseren Proben nicht ausschließen und weitere Studien sind erforderlich, um die Rolle von Bodo sp. bei Hippobosciden.

In der vorliegenden Studie wurden Anaplasmataceae nur in Schafställen nachgewiesen und als Wolbachia spp. identifiziert. Stämme, die bekannte Endosymbionten von Nematoden und Arthropoden sind, einschließlich Hippobosciden wie H. equina und M. ovinus [56, 65, 89, 90]. Die 16S-Sequenzen von Wolbachia waren identisch mit denen von Stämmen, die zuvor aus M. ovinus isoliert wurden (91). Bisher sind die spezifische Rolle oder Auswirkungen von Wolbachia auf M. ovinus und andere Hippoboscid-Fliegen unbekannt [90]. Bei den untersuchten Hippobosciden wurden keine pathogenen Anaplasmataceae nachgewiesen, obwohl M. ovinus und L. cervi mit Anaplasma ovis [23, 92] bzw. A. phagocytophilum [24] infiziert sein können. In Anbetracht der Tatsache, dass bestätigt wurde, dass der zoonotische A. phagocytophilum wilde Hirsche und Rinder in Österreich infiziert [33, 93, 94], sind weitere Arbeiten erforderlich, um die Überwachung pathogener Anaplasmataceae in Hippoboscid-Fliegen und ihren Wiederkäuern auszuweiten, während die einzelnen Borrelia- Bei dem nachgewiesenen positiven Hippoboscid handelte es sich um ein M. ovinus-Individuum, das mit einem zuvor nicht gemeldeten Stamm infiziert war, der zu 93,7 % einem Borrelia-Isolat mit der Bezeichnung A-FGy-1 und Candidatus Borrelia mahuryensis ähnelte, das aus neotropischen Sperlingszecken-assoziierten Zecken isoliert wurde [95]. Eine frühe Arbeit bestätigte das Vorhandensein von Borrelia burgdorferi sensu lato, einem der Erreger der Lyme-Borreliose beim Menschen, in M. ovinus [96]. Die Borrelia sp. Die in unserer Studie erhaltene 16S-Sequenz war zu 92,9 % den beiden auf GenBank hochgeladenen B. burgdorferi-Sequenzen (AJ224138 und AJ224134) ähnlich. Angesichts des potenziellen zoonotischen Risikos von B. burgdorferi sollten neue Studien die Identität und Verbreitung von Borrelia spp. charakterisieren. in Schafställen in Österreich. Schließlich war nur ein L. cervi-Individuum positiv für Filarioidea und wies die COI-Sequenz eines unbekannten Onchocercids mit einer genetischen Ähnlichkeit von 95 % mit dem Hautfilaroid Mansonella perforata auf, das zuvor aus Sikahirschen isoliert wurde (97, 98). Ob diese Onchocercid-Sequenz zu M. perforata oder zu einer anderen, nicht zuvor sequenzierten Mansonella-Art gehört, muss bestätigt werden, ebenso wie ihre mögliche Verbreitung in Rothirsch- und Hirschwildpopulationen in Österreich.

Da die in der vorliegenden Studie gesammelten Hippoboscid-Fliegen nach einer praktischen Probenahme in ausgewählten Betrieben mit erwartet hoher Befallsprävalenz (Schafe/Rinder) und gejagten Tieren im Rahmen eines Tuberkulose-Überwachungsprogramms (Hirsche) isoliert wurden, erlauben unsere Ergebnisse keine genaue Schätzung der bundesweiten Prävalenz von Hippoboscid-assoziierten Erregern in Österreich. Unsere Daten beschreiben jedoch das weitverbreitete Vorkommen von Krankheitserregern in Lausfliegen, die Wiederkäuer in verschiedenen geografischen Regionen befallen. Daher untermauern unsere Ergebnisse die Notwendigkeit einer Überwachung von Hippobosciden und durch Hippoboscide übertragenen Krankheiten, die Haus- und Wildwiederkäuer in Österreich und möglicherweise auch in anderen europäischen Regionen in größerem Umfang infizieren. Andere Krankheitserreger, über die zuvor bei Hippoboscid-Fliegen berichtet wurde, die in der vorliegenden Studie jedoch nicht untersucht wurden, könnten ebenfalls in zukünftige molekulare Untersuchungen einbezogen werden, z. B. Rickettsia spp., Theileria ovis, Acinetobacter spp., Bacillus spp., Staphylococcus spp., Blauzungenvirus und Border Disease Virus und Corynebacterium pseudotuberculosis [17]. Darüber hinaus sollten die Auswirkungen des Klimawandels auf die Verbreitung und saisonale Dynamik von Lausfliegen untersucht werden. Offensichtlich muss die Überwachung potenzieller Zoonoseerreger in (Wild-)Tierreservoiren in Österreich ausgeweitet werden, wie die kürzlich erfolgte Bestätigung von Anaplasma phagocytophilum und Babesia spp. zeigt. bei wilden Huftieren [33].

Diese Arbeit trägt zu den laufenden Forschungsbemühungen zur Klärung der Rolle blutsaugender Hippoboscid-Fliegen als Überträger von Infektionserregern von veterinärmedizinischer und medizinischer Bedeutung bei. Das durch PCR und Sequenzierung bestätigte Vorhandensein von Hippoboscid-assoziierten Erregern beweist jedoch nicht die Vektorkompetenz der untersuchten Lausfliegenarten für diese Erreger, sondern deutet lediglich auf deren Vektorpotential hin. Unter Vektorkompetenz versteht man die Fähigkeit von Arthropoden, das infektiöse Stadium eines Krankheitserregers zu erwerben und auf einen Wirbeltierwirt zu übertragen, einschließlich der Replikation des Krankheitserregers innerhalb des Vektors. Es erfordert schlüssige experimentelle, epidemiologische und klinische Beweise für die Übertragung des Erregers vom Vektor auf den Wirt und die anschließende Infektion [99, 100]. Für Hippoboscidien gibt es Hinweise darauf, dass Bartonella spp. kann in L. cervi vertikal übertragen werden, wobei der Erreger im Blut erwachsener Hirschkühe, die sich von Wiederkäuern ernähren, in Puppen und in ungefütterten erwachsenen Fliegen, die noch nicht begonnen haben, sich von Blut zu ernähren, nachgewiesen wurde [54]. Ob L. cervi jedoch Bartonella spp. übertragen kann? auf einen Wirbeltierwirt muss noch bestätigt werden. Darüber hinaus sollte noch geklärt werden, ob die in L. cervi nachgewiesenen Erreger (z. B. Bartonella spp.) zoonotisches Potenzial haben, wie weit verbreitet diese Infektionserreger in Wildwiederkäuerpopulationen in Österreich sind und ob diese Tiere möglicherweise als Reservoir für mögliche Erreger fungieren vektorisiert von Deer Keds. Dies ist von entscheidender Bedeutung, wenn man bedenkt, dass Menschen bei Arbeits- oder Freizeitaktivitäten (z. B. Jägern, Forstarbeitern, Wanderern) möglicherweise Bissen durch Bartonella-infizierte L. cervi ausgesetzt sind.

Zusammenfassend bestätigte das molekulargenetische Screening das Vorhandensein mehrerer Krankheitserreger in drei Hippoboscid-Arten, die Haus- und Wildtiere in Österreich befallen, wobei einige möglicherweise neu auftretende zoonotische Risiken darstellen, wie z. B. Bartonella spp. Wir berichten über mehrere neuartige Pathogensequenzen in Hippobosciden, die zu den laufenden Forschungsbemühungen zum Verständnis der Vektorrolle von Lausfliegen beitragen können, einschließlich des ersten Nachweises von Trypanosoma spp. in H. equina. Eine erweiterte Überwachung von Hippobosciden und von Hippobosciden übertragenen Krankheitserregern ist erforderlich, um die Verbreitung und Auswirkungen dieser Ektoparasiten als Überträger neu auftretender Infektionserreger von Bedeutung für die öffentliche und tierische Gesundheit im One-Health-Kontext zu klären.

Alle während dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem veröffentlichten Artikel [und seinen ergänzenden Informationsdateien] enthalten.

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Die finanzielle Unterstützung erfolgte durch das österreichische Bundesministerium für Bildung, Wissenschaft und Forschung (Hochschulraum-Strukturmittel).

Die Open-Access-Förderung für diesen Artikel erfolgte durch die Veterinärmedizinische Universität Wien (Vetmeduni Vienna). Wir danken dem österreichischen Bundesministerium für Bildung, Wissenschaft und Forschung (Austrian Barcode of Life – Hochschulraum-Strukturmittel) für die finanzielle Unterstützung.

Institut für Parasitologie, Abteilung für Pathobiologie, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich

Miguel Peña-Espinoza, Daniel Em, Bita Shahi-Barogh, Dominik Berer, Georg G. Duscher, Lara van der Vloedt, Maria S. Unterköfler & Hans-Peter Fuehrer

Österreichische Agentur für Gesundheit und Ernährungssicherheit (AGES), Forschungsdienste, Wien, Österreich

Georg G. Duscher

Österreichische Agentur für Gesundheit und Lebensmittelsicherheit (AGES), Institut für Veterinärmedizinische Seuchenbekämpfung, Innsbruck, Österreich

Walter Glawischnig

Boehringer Ingelheim Vetmedica GmbH, Forschungszentrum Kathrinenhof, Rohrdorf, Deutschland

Steffen Rehbein

Institut für Pathologie, Abteilung für Pathobiologie, Veterinärmedizinische Universität Wien, Wien, Österreich

Josef Harl

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HPF hat die Forschung konzipiert und die Finanzierung aufgebracht. DE, BSB, LvdV und MPE führten molekulargenetische Laborarbeiten durch. JH hat die Trypanosomatida-Primer entwickelt. DB, GD, WG und SR waren für die Feldbeprobung von Hippoboscid-Fliegen verantwortlich. JH und MSU führten die phylogenetischen Analysen durch. MPE hat den ersten Entwurf geschrieben. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Hans-Peter Führer.

Unzutreffend.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

Bayesianischer Inferenzbaum mit gltA-Sequenzen ausgewählter Bartonella spp. Knoten sind mit Bayes'schen Inferenz-Posteriori-Wahrscheinlichkeiten und Maximum-Likelihood-Bootstrap-Werten gekennzeichnet. Kladen, die mit einem roten Balken markiert sind, wurden zur Berechnung der Median-Joining-Haplotyp-Netzwerke verwendet, die die in dieser Studie erhaltenen Sequenzen enthalten. Der Maßstabsbalken gibt die erwartete mittlere Anzahl an Substitutionen pro Stelle gemäß dem angewandten Modell der Sequenzentwicklung an. Abbildung S2. Bayesianischer Inferenzbaum mit 18S-rRNA-Sequenzen ausgewählter Trypanosoma spp. Knoten sind mit Bayes'schen Inferenz-Posteriori-Wahrscheinlichkeiten und Maximum-Likelihood-Bootstrap-Werten gekennzeichnet. Kladen, die mit einem roten Balken markiert sind, wurden zur Berechnung der Median-Joining-Haplotyp-Netzwerke verwendet, die die in dieser Studie erhaltenen Sequenzen enthalten. Der Maßstabsbalken gibt die erwartete mittlere Anzahl an Substitutionen pro Stelle gemäß dem angewandten Modell der Sequenzentwicklung an.

Explosionsanalyse von Bartonella spp. Sequenzen aus Keds, die von heimischen und wilden Wiederkäuern in Österreich gesammelt wurden.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht gesetzlich zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. Der Creative Commons Public Domain Dedication-Verzicht (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) gilt für die in diesem Artikel zur Verfügung gestellten Daten, sofern in einer Quellenangabe für die Daten nichts anderes angegeben ist.

Nachdrucke und Genehmigungen

Peña-Espinoza, M., Em, D., Shahi-Barogh, B. et al. Molekulares Pathogenscreening von Lausfliegen (Diptera: Hippoboscidae) von Haus- und Wildwiekäuern in Österreich. Parasites Vectors 16, 179 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05810-4

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Eingegangen: 01. März 2023

Angenommen: 14. Mai 2023

Veröffentlicht: 02. Juni 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-023-05810-4

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