Die Auswahl metabolisch unterschiedlicher Mikroorganismen in der Nahrung treibt den Wasserstoffstoffwechsel bei Wiederkäuern voran

The ISME Journal Band 16, Seiten 2535–2546 (2022)Diesen Artikel zitieren

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Wiederkäuer sind wichtig für die globale Ernährungssicherheit, emittieren jedoch das Treibhausgas Methan. Pansenmikroorganismen bauen komplexe Kohlenhydrate ab und produzieren flüchtige Fettsäuren und molekularen Wasserstoff. Dieser Wasserstoff wird hauptsächlich von Archaeen in Methan umgewandelt, kann aber auch von hydrogenotrophen acetogenen und respiratorischen Bakterien zur Produktion nützlicher Metaboliten genutzt werden. Es bedarf eines besseren mechanistischen Verständnisses darüber, wie Kohlenhydrate aus der Nahrung den Wasserstoffstoffwechsel und die Methanogenese beeinflussen. Wir haben die Zusammensetzung, Stoffwechselwege und Aktivitäten der Pansenmikrobiota bei 24 Rindern untersucht, die entweder an ballaststoffreiche oder stärkereiche Ernährung angepasst sind. Die ballaststoffreiche Ernährung wurde für fibrolytische Bakterien und Methanogene ausgewählt, was zu einer erhöhten Ballaststoffverwertung führte, während die stärkereiche Ernährung für amylolytische Bakterien und Laktatverwerter ausgewählt wurde, was die Aufrechterhaltung eines gesunden Pansens und eine verringerte Methanproduktion ermöglichte (p < 0,05). Darüber hinaus ist die ballaststoffreiche Ernährung mit hydrotropen Methanogenen und Acetogenen angereichert, was zu einem Anstieg der elektronenverzweigenden [FeFe]-Hydrogenasen, methanogenen [NiFe]- und [Fe]-Hydrogenasen und der Acetyl-CoA-Synthase mit weniger gelöstem Wasserstoff (42 %, p < 0,001). Im Gegensatz dazu wurde die stärkereiche Ernährung für respiratorische Hydrogenotrophe mit stärker wasserstoffproduzierenden [FeFe]-Hydrogenasen der Gruppe B und [NiFe]-Hydrogenasen der respiratorischen Gruppe 1d angereichert. Parallele In-vitro-Experimente zeigten, dass das faserreiche ausgewählte Mikrobiom die Acetat- und Butyratproduktion steigerte und gleichzeitig die Methanproduktion verringerte (p < 0,05), was darauf hindeutet, dass die angereicherten hydrotrophen Acetogene etwas Wasserstoff umwandelten, der sonst für die Methanogenese verwendet würde. Diese Einblicke in den Wasserstoffstoffwechsel und die Methanogenese verbessern das Verständnis von Energiegewinnungsstrategien, der Erhaltung eines gesunden Pansens und der Methanminderung bei Wiederkäuern.

Wiederkäuer haben sich so entwickelt, dass sie im Pansen ein komplexes mikrobielles Ökosystem aus Bakterien, Archaeen, Protozoen und Pilzen beherbergen, die komplexe pflanzliche Zellkohlenhydrate in flüchtige Fettsäuren (VFA) und mikrobielles Protein umwandeln, das vom Wirtstier genutzt werden kann [1, 2]. Molekularer Wasserstoff (H2) entsteht bei der Kohlenhydratvergärung durch anaerobe Bakterien, Protisten und Pilze und wird hauptsächlich von Methan (CH4) produzierenden Archaeen im Pansen verbraucht [3, 4]. Dieses H2 wird dann von einer Reihe von Bakterien als Energiequelle und Elektronendonator verbraucht, was dafür sorgt, dass die Fermentation thermodynamisch günstig bleibt [5]. Der Wasserstoffkreislauf wird durch H2-produzierende und H2-verbrauchende Hydrogenasen katalysiert, die basierend auf dem Metallgehalt ihrer H2-Bindungsstellen in [FeFe]-, [NiFe]- und [Fe]-Hydrogenasen eingeteilt werden [6]. Hydrogenasen sind im Genom von Bakterien und Archaeen weit verbreitet, was die metabolische Bedeutung von H2-Transaktionen bei der Pansengärung widerspiegelt [5, 7, 8]. Methan, das durch enterische Fermentation entsteht, stellt nicht nur einen Verlust an Nahrungsenergie dar, sondern trägt auch zu den globalen anthropogenen Treibhausgasemissionen bei [9, 10]. Wichtig ist, dass Pansenbakterien auch Hydrogenasen und terminale Reduktasen für hydrotrophes Wachstum kodieren, indem sie Elektronenakzeptoren wie CO2, Fumarat, Sulfat und Nitrat verwenden. Im Gegensatz zur Methanogenese produzieren einige dieser alternativen hydrotrophen Wege Metaboliten, die vom Wirtstier verwertbar sind, beispielsweise Acetat durch hydrotrophe Acetogenese [5]. Daher ist es wichtig zu verstehen, wie hydrotrophe Bakterien mit Methanogenen um den Pansen-H2 konkurrieren, da dieses Wissen Stoffwechselstrategien zur Verbesserung der Energiegewinnung bei reduzierter CH4-Produktion bei Wiederkäuern erleichtern kann.

Die Zusammensetzung der Kohlenhydrate in der Nahrung beeinflusst die mikrobielle Zusammensetzung und Funktion, einschließlich des H2-Metabolismus und der Methanogenese [11, 12]. Bei der Fütterung von Zellulose-Pflanzenmaterial hydrolysieren und fermentieren Pansenmikroorganismen Lignozellulose hauptsächlich über den Acetatweg, wobei H2 freigesetzt wird, was zu einer hohen CH4-Produktion führt [13]. Allerdings produzieren einige Pflanzenfresser wie Kängurus und Yak weniger CH4 [14, 15]. Hydrogenotrophe acetogene Bakterien können H2 und CO2 über den Wood-Ljungdahl-Weg in Acetat umwandeln [5]. Einige Wildtiere in Regionen mit geringer Futtermenge oder -qualität haben möglicherweise Verdauungssysteme mit verstärkter hydrotropher Acetogenese entwickelt, um die Effizienz der Gewinnung und Nutzung von Nahrungsenergie zu fördern [16]. Es muss noch geklärt werden, ob die Qualität der Ernährung das Schicksal des produzierten H2 verändert und somit das Verhältnis von hydrotropher Acetogenese zu Methanogenese und die Effizienz der Energiegewinnung bei Nutzwiederkäuern beeinflusst.

Trotz ihrer weiten Verbreitung bergen stärkereiche und getreidereiche Futtermittel Risiken für die Gesundheit von Wiederkäuern. Eine hohe Stärkeaufnahme stimuliert die schnelle VFA- und Laktatproduktion in nicht angepassten Pansen, was zu einem schnellen und manchmal deutlichen Abfall des Pansen-pH führt [17]. Selbst bei an Getreide angepassten Tieren führt ein länger anhaltender saurer Pansen, ein Zustand, der als subakute Pansenazidose bezeichnet wird [18], zu einer verringerten Futteraufnahme, chronischen Entzündungen, Funktionsstörungen der Pansenpapillen und anderen Krankheiten [19]. Im Gegensatz zur Acetatproduktion ist die Laktatproduktion nicht mit der H2-Produktion verbunden und erleichtert die Reoxidation von Redox-Cofaktoren (z. B. NADH zu NAD+) [20]. Da Laktat jedoch einen niedrigeren pKa-Wert als VFAs hat, senkt seine Akkumulation den pH-Wert im Pansen und daher ist eine schnelle Umwandlung von Laktat in Propionat und andere VFAs durch Laktat verwertende Bakterien erforderlich, um eine normale Pansenfunktion aufrechtzuerhalten. Um einen gesunden Pansen zu fördern und gleichzeitig die CH4-Produktion auf einem niedrigen Niveau zu halten, ist es wichtig zu verstehen, wie die Umwandlung von Laktat in Propionat gesteuert wird.

Insgesamt deuten frühere Studien darauf hin, dass die Mikrobiota im Pansen unterschiedliche Stoffwechselstrategien aufweist, um sich an eine ballaststoff- oder stärkereiche Ernährung anzupassen. Allerdings fehlt uns ein detailliertes mechanistisches Verständnis der Mikrobiota und Wege des H2-Stoffwechsels, die durch Ernährungsumstellungen beeinflusst werden. Um diese Wissenslücke zu schließen, führten wir ein In-vivo- und zwei In-vitro-Experimente durch und entwickelten ein Pansenmodell faserreicher und stärkereicher ausgewählter Mikrobiome. Wir haben beobachtet, dass die Fütterung von ballaststoffreichen im Vergleich zu stärkereichen Diäten aufgrund unterschiedlicher Zusammensetzungen, Fähigkeiten und Aktivitäten des Pansenmikrobioms ausgewählt wurde. Mittels metagenomischer Profilierung haben wir herausgefunden, dass die Mikrobiota, die aus der Fütterung dieser beiden Diäten resultiert, unterschiedliche Kohlenhydrat- und H2-Stoffwechselwege aufweist, mit Unterschieden in den nachgeschalteten Methanogenese- und VFA-Produktionswegen. Die Ergebnisse deuten auch auf eine mögliche Rolle der hydrotrophen Acetogenese im Pansen als H2-Senke neben der Methanogenese bei der ballaststoffreichen Ernährungsbehandlung hin, die um das für die Methanogenese verfügbare H2 konkurrieren und zusätzliche Energie für das Wirtstier produzieren könnte. Diese Studie betont, dass diätetische Eingriffe die Zusammensetzung der Mikrobiota im Pansen und damit den Kohlenhydratabbau, den H2-Stoffwechsel und die Methanogenese modulieren.

Alle am Experiment beteiligten Tiere wurden gemäß den Tierpflege- und Nutzungsrichtlinien des Tierpflegeausschusses, Institut für subtropische Landwirtschaft, Chinesische Akademie der Wissenschaften, Changsha, China, gepflegt, wobei alle Tierversuchsverfahren vom Ausschuss genehmigt wurden (Genehmigung). Nummer ISA-W-201901).

Insgesamt 24 Fleischrinder lokaler Rassen (Xiangxi) (anfängliches Körpergewicht 147 ± 9,8 kg) wurden nach dem Zufallsprinzip einer von zwei Diätbehandlungen zugeordnet, die 300 Tage mit drei Perioden dauerten (Abb. 1A). Die ballaststoffreiche Ernährung wurde in allen drei Versuchsperioden konstant gehalten und war so formuliert, dass sie durch Einbeziehung von Maisstroh und Reisstroh einen Gehalt an neutralen Reinigungsmittelfasern (NDF) von mehr als 40 % der Trockenmasse (TM) aufwies. Drei stärkereiche Diäten mit zunehmendem Stärkegehalt wurden formuliert, indem in jedem Versuchszeitraum schrittweise ein Drittel des Maisstrohs durch Maismehl (DM-Basis) ersetzt wurde, bis in Zeitraum 3 90 % des Konzentrats (DM-Basis) erreicht wurden (Ergänzungstabelle S1). Alle Rinder wurden zweimal täglich (7 Uhr und 17 Uhr) gefüttert und hatten freien Zugang zu Trinkwasser.

Ein Überblick über die tägliche Ballaststoff- und Stärkeaufnahme (kg/Tag) und den Pansen-pH-Wert über drei Versuchszeiträume; B-Futterverdaulichkeit, Profil von gelöstem Wasserstoff (H2), Laktat und flüchtigen Fettsäuren in vivo; C-Futterabbau, Methan (CH4)-Produktion und Profil flüchtiger Fettsäuren in vitro Pansenversuch 1; D Untersuchung morphologischer Veränderungen der Pansenpapillen; E Verhältnis von entleertem Pansen zu Schlachtkörper und Papillenhöhe; F q-PCR-Ergebnisse von Genen im Zusammenhang mit der Absorption flüchtiger Fettsäuren und der intrazellulären pH-Regulierung im Pansenepithel. OM organisches Material, neutrale NDF-Reinigungsmittelfaser, flüchtige VFA-Fettsäure, Aceacetat, Propropionat, Butyrat; andere, Valerat, Isovalerat und Isobutyrat; HMGCL 3-Hydroxy-3-methylglutaryl-CoA-Lyase; HMGCS-1 3-Hydroxy-3-methylglutaryl-CoA-Synthase, Isoform 1, HMGCS-2 3-Hydroxy-3-methylglutaryl-CoA-Synthase, Isoform 2, NHE-1 Na+/H+-Austauscher 1, NHE-2 Na+/H+-Austauscher 2, NHE-3 Na+/H+-Austauscher 3, MCT-1-Monocarboxylat-Transporter, Isoform 1. Daten mit Fehlerbalken werden als Mittelwert ± Standardfehler ausgedrückt. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/Gruppe.

Ausführliche Informationen finden Sie in den ergänzenden Materialien und Methoden. Kurz gesagt, die Nährstoffverdaulichkeit wurde zwischen den Tagen 93 und 98 jeder der drei Perioden gemessen. Der Panseninhalt wurde 0, 2,5 und 6 Stunden nach der morgendlichen Fütterung an den Tagen 99 und 100 jeder der drei Perioden gesammelt. Der Pansen-pH-Wert und die gelösten Wasserstoffkonzentrationen wurden unmittelbar nach der Entnahme des Panseninhalts gemessen, während andere Teilproben zur DNA-Extraktion und zur Messung des Fermentationsprodukts eingefroren wurden. Alle Rinder wurden am Ende des Experiments nach 12-stündigem Fasten geschlachtet und Panseninhalt und Epithelproben wurden gesammelt.

Detaillierte Informationen finden Sie in den ergänzenden Materialien und Methoden. Die vorliegende Studie umfasste zwei Batch-In-vitro-Experimente mit Pansenkulturen, die im letzten Versuchszeitraum durchgeführt wurden. Im In-vitro-Experiment 1 wurde die Pansenfermentation zwischen ballaststoffreichen und stärkereichen Diäten als Inkubationssubstraten verglichen, wobei jedes Substrat mit dem Panseninokulum von Tieren inkubiert wurde, die mit der entsprechenden Diät gefüttert wurden. In-vitro-Experiment 2 verglich die Aktivität ballaststoffreicher und stärkereicher ausgewählter Mikrobiome durch Beimpfen von Reisstroh mit Pansen-Inokulum von Tieren, die mit ballaststoffreicher bzw. stärkereicher Nahrung gefüttert wurden. Die In-vitro-Pansenfermentation wurde nach dem Verfahren von Wang et al. durchgeführt. [21].

Alle detaillierten Analyseverfahren finden Sie in den ergänzenden Materialien und Methoden. Die Zusammensetzung von Futter und Kot wurde mit den Methoden der Association of Official Analytical Chemists [22], Van Soest et al., analysiert. [23] und Karthner und Theurer [24]. Gelöstes H2 und CH4 wurden aus der flüssigen Phase des Panseninhalts in die Gasphase extrahiert, mit einem Gaschromatographen (GC, Agilent 7890A, Agilent Inc., Palo Alto, CA) gemessen und die Konzentration anhand der Gleichung von Wang et al. berechnet. [25]. Die Konzentrationen einzelner flüchtiger Fettsäuren (VFA) wurden durch GC (Agilent 7890A, Agilent Inc., Palo Alto, CA) analysiert [25], während die Laktatkonzentration durch Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC, Agilent LC1290, Agilent Inc.) analysiert wurde ., Palo Alto, CA) [26].

DNA wurde aus Pansenproben durch wiederholtes Perlenschlagen und Säulenfiltration wie beschrieben extrahiert [27]. Nach Entfernung der genomischen DNA wurde die Gesamt-RNA des Pansenepithels aus dem Gewebe extrahiert. Es wurde eine quantitative Echtzeit-PCR (q-PCR) durchgeführt, um die relative Genexpression von sieben Genen im Pansenepithel zu messen (HMGCL, HMGCS-1, HMGCS-2, NHE-1, NHE-2, NHE-3, MCT-1). , deren Expression mithilfe einer 2–ΔΔCt-Methode auf die Referenzgene (GAPDH und β-Actin) normalisiert wurde [28]. Die absolute Quantifizierung spezifischer mikrobieller Taxa wurde gemäß den von Ma et al. beschriebenen Verfahren durchgeführt. [29].

Die gesamte an der Studie beteiligte Bioinformatik-Software, Parameter und Datenbanken sind in den ergänzenden Materialien und Methoden enthalten. Kurz gesagt, die V3- und V4-Region wurde für die 16S-rRNA-Gensequenzierung verwendet, wobei die Vorbereitung und Sequenzierung aller Amplikonbibliotheken auf einer MiSeq-Plattform (Illumina, San Diego, CA, USA) durchgeführt wurde. Insgesamt wurden 1.238.536 hochwertige Lesevorgänge mit durchschnittlich 51.606 ± 1737 Lesevorgängen pro Probe für die Zuordnung von Amplikonsequenzvarianten (ASVs) durch DADA2 generiert. Die Taxonomie wurde mit SILVA (Release 138, http://www.arb-silva.de) annotiert. Für die Shotgun-Metagenomsequenzierung wurde 1 μg genomische DNA mit einem Covaris S220 Focused-Ultraschallgerät (Woburn, MA, USA) geschert und Sequenzierungsbibliotheken mit einer Länge von etwa 350 bp (im Bereich von 300 bis 400 bp) erstellt. Die Sequenzierung metagenomischer Bibliotheken wurde auf der HiSeq X-Plattform (Illumina, San Diego, CA, USA) im Paired-End-150-bp-Modus (PE150) durchgeführt. Nach Qualitätskontrolle, Zusammenstellung, Vorhersage und Clusterung zu einem nicht-redundanten Gensatz wurden die Annotationen des Gensatzes mit KEGG, CAZy, HydDB und NCBI-NR durchgeführt und die Genhäufigkeit innerhalb der Gesamtproben berechnet. Mikrobielle Genome wurden mithilfe der Hungate1000-Sammlung weiter verifiziert, die praktisch alle Bakterien- und Archaeenarten umfasst, die aus dem Pansen einer vielfältigen Tiergruppe kultiviert wurden (30). Die Häufigkeit jedes Genoms wurde mit dem Metawrap-Modul quant_bins mit Standardparametern berechnet (31).

Die Stoffwechseldaten wurden durch einseitige Varianzanalyse (ANOVA) in der Software SPSS 21.0 (SPSS Inc., Chicago, IL) analysiert. Wenn die Probenahmezeit einbezogen wurde, wurden die Daten mithilfe eines linearen gemischten Modells analysiert, wobei Behandlung und Behandlung durch die Probenahmezeit-Interaktion als feste Effekte und die Probenahmezeit als Variable für wiederholte Messungen dienten. Die Daten zur Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft wurden mithilfe des Wilcoxon-Rangsummentests in der JMP Pro-Software (JMP Pro Version 13.2.1, SAS Institute Inc. SAS Institute, Cary, NC, USA) analysiert. Die genomischen Rangstufen der Attribute wurden mit den Methoden Correlation, ReliefF, Symmetrical Uncert und Multi-Cluster Feature Selection (MCFS) in der Software von Waikato Environment for Knowledge Analysis (WEKA) (Version 3.8.4, Hamilton, Neuseeland) bewertet [32] und weiter umfassend analysiert durch das RobustRankAggreg (RRA) R-Paket [33]. Alle p-Werte wurden mithilfe der Benjamini-Hochberg-Methode an die False Discovery Rate (FDR) angepasst. Statistische Signifikanz wurde bei p ≤ 0,05 und Tendenzen bei 0,05 < p ≤ 0,10 angegeben.

Die Tiere wurden an eine stärkereiche Ernährung angepasst, indem der Futterkonzentratgehalt über die drei 100-Tage-Versuchszeiträume schrittweise von 50 auf 90 % erhöht wurde (Abb. 1A). Bei beiden Diäten waren die Pansenstruktur und die Epithelmorphologie robust und der Pansen-pH-Wert blieb über 6,0 (Abb. 1A, D, zusätzliche Tabelle S4), was auf eine gesunde Pansenfunktion während des gesamten Experiments hinweist.

Rinder mit hoher Ballaststoffaufnahme zeigten eine höhere Ballaststoffverdaulichkeit, während an die stärkereiche Ernährung angepasste Rinder eine höhere Verdaulichkeit organischer Substanz und Stärke, aber eine geringere Ballaststoffverdaulichkeit in vivo und im In-vitro-Experiment 1 aufwiesen (Abb. 1B, C, Zusatztabelle S4, p < 0,001). An die stärkereiche Ernährung angepasste Rinder zeigten höhere Kohlenhydratabbauraten, was zu einer erhöhten Gesamt-VFA-Konzentration in den Perioden 1 und 2 in vivo (zusätzliche Tabelle S4) und im In-vitro-Experiment 1 (Abb. 1C, p < 0,001) führte. . Die niedrigere VFA-Konzentration (p < 0,01), die in vivo in Periode 3 mit der stärkereichen Ernährung beobachtet wurde, könnte das Ergebnis eines stärkeren Anstiegs der VFA-Absorptionsrate als der VFA-Produktion gewesen sein, was durch die erhöhte Kopienzahl einiger davon nahegelegt wird Gene, die mit der VFA-Absorption und der intrazellulären pH-Regulierung im Pansenepithel zusammenhängen (Abb. 1F), nämlich das limitierende Enzym bei der Ketonbildung, 3-Hydroxy-3-methylglutaryl-CoA-Lyase (HMGCL), 3-Hydroxy-3-methylglutaryl-CoA-Synthase Isoform 2 (HMGCS-2), Na+/H+-Austauscher 2 (NHE-2) und Na+/H+-Austauscher 3 (NHE-3) [34,35,36]. Veränderungen in der VFA-Absorption zwischen den Futtern lassen sich auch durch den Wechsel der Pansenorganstruktur vermuten, mit einem geringeren Verhältnis von Pansenorgan zu Schlachtkörper und einer kürzeren Pansenpapille in der stärkereichen Nahrung (Abb. 1D, E).

Der Molanteil von Acetat und das Molverhältnis von Acetat zu Propionat waren bei Rindern, die an die ballaststoffreiche Ernährung angepasst waren, höher (p < 0,001). Solche Unterschiede in den VFA-Profilen stimmen mit den Ergebnissen der In-vitro-Psensfermentation überein (Abb. 1B, C, Zusatztabelle S4). Die stärkereiche Ernährung erhöhte (p < 0,001) die im Pansen gelöste H2 (dH2, 2,5-fach höher) und verringerte die CH4-Produktion (p = 0,003). Insgesamt deuten diese Ergebnisse darauf hin, dass die beiden Diäten die VFA-Produktion, den H2-Metabolismus und die Methanogenese unterschiedlich beeinflussen, was wahrscheinlich auf die Förderung unterschiedlicher mikrobieller Aktivitäten zurückzuführen ist.

Die 16S-rRNA-Gensequenzierung wurde verwendet, um die Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft im Pansen zu untersuchen. In den 24 Proben wurden 3028 Amplikonsequenzvarianten (ASVs) beobachtet. Die mikrobielle Zusammensetzung ist anhand der ungewichteten UniFrac-Unähnlichkeit deutlich nach Ernährung geclustert (Abb. 2A), was darauf hindeutet, dass der Kohlenhydrattyp zu deutlichen Veränderungen in der Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft führte. Darüber hinaus wurde der Zufallswald weiter zur Klassifizierung von Gruppen angewendet und die 20 wichtigsten Bakteriengattungen ausgewählt, die nach der durchschnittlichen Verringerung der Genauigkeit der Klassifizierung von Bakteriengemeinschaften nach Ernährung sortiert wurden (Abb. 2B, Zusatzdatei S1). Unter ihnen waren Ruminobacter und Succinivibronaceae UCG-002 die beiden repräsentativsten Gattungen für die stärkereiche Ernährung, während Fibrobacter die repräsentativste Gattung für die ballaststoffreiche Ernährung war. Darüber hinaus ergab die Korrelationsnetzwerkanalyse dieser repräsentativen Bakteriengattungen starke positive Korrelationen innerhalb jeder Behandlung und negative Korrelationen zwischen den Behandlungen (p < 0,05, Spearmans | r | > 0,5, zusätzliche Abb. S3).

Ein Hauptkoordinatenanalyseprofil (PCoA) der Bakteriengemeinschaft im Pansen basierend auf der ungewichteten UniFrac-Unähnlichkeitsmatrix auf Taxa-Ebene (ASVs) (PERMANOVA, p = 0,001, R2 = 0,19); B Zufallswaldanalyse der Pansenbakteriengemeinschaft. Auf der Y-Achse werden von oben nach unten die Gattungen nach ihrer relativen Bedeutung geordnet angezeigt, basierend auf der durchschnittlichen Abnahmegenauigkeit bei der Gruppenklassifizierung. C relative Häufigkeit der fünf besten Phyla; D relative Häufigkeit der Gattungen Fibrobacter, Ruminobacter und Treponema; E die Beziehungen zwischen Futterverdaulichkeit und flüchtigen Fettsäuren mit der Bakteriengemeinschaft auf Gattungsebene (durchschnittlicher Prozentsatz > 0,5 %). Kein Rang bedeutet, dass auf Gattungsebene keine spezifischen taxonomischen Informationen vorliegen. Es werden nur Spearmans Signifikanzniveaus p < 0,05 angezeigt, Gelb und Blau zeigen jeweils eine negative bzw. positive Korrektur an. OM organische Substanz; Neutrale Waschmittelfaser von NDF. Die Signifikanz wurde mithilfe unabhängiger Wilcoxon-Rangsummentests mit zwei Gruppen getestet. Daten mit Fehlerbalken werden als Mittelwert ± Standardfehler ausgedrückt. **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/Gruppe.

Auf Stammebene waren Bacteroidota (Bacteroidetes) und Fibrobacterota (Fibrobacteres) durch die ballaststoffreiche Ernährung deutlich angereichert, während Proteobacteria und Spirochaetota (Spirochaetes) durch die stärkereiche Ernährung häufiger vorkommen (Abb. 2B, p < 0,001). Es ist zu beachten, dass Spirochäten und Archaeen aufgrund der Spezifität der verwendeten Primerpaare (die auf den V3-V4-Primer abzielen) in dieser Analyse möglicherweise unterrepräsentiert sind (37, 38). Auf Gattungsebene wurden Fibrobacter (37,3-fach höher), die Christensenellaceae R-7-Gruppe (2,6-fach höher) und die Bacteroidales RF16-Gruppe (4,0-fach höher) mit der ballaststoffreichen Nahrung angereichert, während Ruminobacter (12,0-fach höher) mit der ballaststoffreichen Nahrung angereichert wurde höher), Treponema (6,9-fach höher) und Succinivibrionaceae UCG-002 (21,8-fach höher) wurden mit der stärkereichen Diät angereichert (Abb. 2D, zusätzliche Abb. S2, p < 0,001). Vier dieser Gattungen gehörten laut Zufallswaldanalyse auch zu denen mit der höchsten Unterscheidungskraft (Abb. 2B). Darüber hinaus korrelierten Fibrobacter, die Gruppe Bacteroidales RF16 und die Gruppe Christensenellaceae R-7 positiv mit der Acetatkonzentration und der Verdaulichkeit neutraler Reinigungsmittelfasern (NDF), während Ruminobacter, Succinivibrionaceae UCG-002 und Treponema positiv mit der Propionatkonzentration und der Stärkeverdaulichkeit korrelierten ( Abb. 2E). Unterschiede in der mikrobiellen Zusammensetzung sind daher mit unterschiedlichen Substratpräferenzen und Abbaufähigkeiten verbunden.

Nachdem wir die dem Host zugewiesenen Lesevorgänge entfernt hatten, erhielten wir 503 GB Paired-End-Sequenzierungsdaten, was einem Durchschnitt von 21,0 GB (im Bereich von 17,4 bis 29,1 GB) pro Probe entspricht. Wir untersuchten zunächst die Stoffwechselkapazitäten der Pansenmikrobiome mithilfe der Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) [39]. Es wurden 71,4 bzw. 33,9 % der Gene der KEGG Orthology (KO)-Datenbank bzw. den KEGG-Pfaden zugeordnet. Die Hauptkoordinatenanalyse (PCoA) aller KO-Gene zeigte, dass die ballaststoffreichen und stärkereichen Diäten für unterschiedliche Stoffwechselfunktionen ausgewählt wurden (Abb. 3A), wobei „Kohlenhydratstoffwechselwege“ die am häufigsten vorkommende Kategorie waren, die sich zwischen den Diäten signifikant unterschied ( Zusätzliche Abbildung S4).

Ein PCoA-Profil aller KO-Gene (PERMANOVA, P < 0,001, R2 = 0,70); B relative Häufigkeit der gesamten CAZymes-Gene; C PCoA-Profil der GH-Familie (PERMANOVA, P < 0,001, R2 = 0,64); D-Genhäufigkeit der fünf wichtigsten Enzyme der GH-Familie und ihre phylogenetische Verteilung pro Stamm angereichert (AA-Hilfsaktivität, CBM-Kohlenhydratbindungsmodul, CE-Kohlenhydratesterase, GH-Glycosidhydrolase, GT-Glycosyltransferase, PL-Polysaccharidlyase); E-Acetat-, Butyrat-, Propionat- und Methanogenesewege von KEGG-Enzymen, ausgedrückt als Verhältnisse der Ausrichtungen der faserreichen gegenüber der stärkereichen Behandlung (log2-Verhältnis); und Kreisdiagramme zeigen die phylogenetische Verteilung der Pfade, die bei jeder Behandlung im Stamm angereichert wurden. Ace-P-Acetat-Produktionsweg, Pyr-But-P-Pyruvat-zu-Butyrat-Produktionsweg, Ace-But-P-Acetat-zu-Butyrat-Produktionsweg, Pro-Lac-P-Propionat (Laktat)-Weg, Pro-Suc-P-Propionat (Succinat)-Weg , Met Methanogeneseweg. Alle KO-Gene in angereicherten Signalwegen wurden dem identifizierten Stamm zugeordnet. Einzelheiten zu allen KO-Genen zusammen mit identifizierten Gattungen und Signalwegen finden Sie in den zusätzlichen Dateien S4 und S5. Die Signifikanz wurde mithilfe unabhängiger Wilcoxon-Rangsummentests mit zwei Gruppen getestet. Daten mit Fehlerbalken werden als Mittelwert ± Standardfehler ausgedrückt. Sternchen kennzeichnen signifikante angepasste p-Werte: **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/Gruppe.

Wir haben in den zusammengesetzten metagenomischen Contigs nach kohlenhydrataktiven Enzymen (CAZymes) gesucht (zusätzliche Datei S2). Eine hohe Stärkeaufnahme erhöhte die Häufigkeit der gesamten CAZyme (p = 0,01), einschließlich Hilfsaktivitäten (AAs), Kohlenhydratbindungsmodulen (CBMs) und Glykosyltransferasen (GTs) (Abb. 3B). Darüber hinaus unterschied sich der Rang der fünf besten kohlenhydrataktiven Enzymklassen und der zehn besten zugewiesenen Phyla oder Gattungen zwischen den beiden Behandlungen (zusätzliche Abbildung S5). Die GHs hatten die höchste relative Häufigkeit unter den sechs CAZyme-Klassen, und die Häufigkeit der GH-Unterfamilien unterschied sich deutlich zwischen den beiden diätetischen Behandlungen (Abb. 3C). Die ballaststoffreiche Ernährung zeichnete sich durch eine größere Häufigkeit von β-Xylosidase GH43 (p = 0,001, 1,3-fach höher) aus, die auf Gattungsebene Prevotella, Bacteroides und Fibrobacter zugeordnet wurde (zusätzliche Abbildung S6). Die Häufigkeit von α-Amylase GH13 war bei der stärkereichen Ernährung höher (Abb. 3D, Zusatzdatei S3, p < 0,001, 1,4-fach höher) und wurde Prevotella, Ruminobacter und Clostridium zugeordnet (Zusatzabbildung S6). Somit förderten beide diätetischen Behandlungen Bakteriengemeinschaften mit unterschiedlichen Fähigkeiten zur Kohlenhydratverdauung.

Anschließend analysierten wir die Häufigkeit von Genen, die für Enzyme kodieren, die mit den Signalwegen Acetat, Propionat, Butyrat und Methanogenese zusammenhängen (zusätzliche Datei S4). Die ballaststoffreiche Ernährung bereichert die Wege der Acetatproduktion (pta-Gen), der Acetat-zu-Butyrat-Produktion (acs-Gen), der Propionatproduktion über Succinat als Zwischenprodukt (MUT- und sdhA-Gene) und der Methanogenese (mcrA- und mcrB-Gene), während die Stärkereiche Ernährung, angereichert für den Acrylatweg der Propionatproduktion (ldh- und pct-Gene) (Abb. 3E, zusätzliche Abb. S7, p < 0,05). Bacteroidota, Firmicutes und Proteobacteria waren die wichtigsten Phyla, die dem Acrylatweg in der stärkereichen Ernährung zugeordnet wurden. Bei der ballaststoffreichen Ernährung spielte Fibrobacterota eine herausragende Rolle bei der fermentativen Acetat- und Propionatproduktion, und erwartungsgemäß war Firmicutes der Hauptstamm für den Produktionsweg von Acetat zu Butyrat, und Methanobacteriota (Euryarchaeota) war der zugewiesene Stamm für die Methanogenese (Abb. 3E, Zusätzlich). Datei S5).

Angesichts der signifikanten Unterschiede, die bei VFA-Profilen, dH2-Konzentrationen und CH4-Produktion beobachtet wurden (Abb. 1B, C), haben wir in den zusammengesetzten Contigs nach Genen gesucht, die für die katalytischen Untereinheiten von H2-produzierenden und H2-verbrauchenden Enzymen kodieren. Von den 2.686 identifizierten Genen wurden 82 %, 17 % und 1,2 % als [FeFe]-, [NiFe]- bzw. [Fe]-Hydrogenasen annotiert. Hydrogenasen wurden taxonomisch 149 Gattungen zugeordnet, darunter Bacteroides, Clostridium, Oscillibacter, Methanobrevibacter und Ruminococcus (Zusatzdatei S6). Da die beiden Diäten eine unterschiedliche Hydrogenase-Zusammensetzung aufwiesen (zusätzliche Abbildung S8), haben wir die Hydrogenasen dann in Untergruppen eingeteilt. Die trimeren [FeFe]-Hydrogenasen der Gruppe A3, die den Prozess der Elektronenkonfurkation während des fermentativen Kohlenhydratabbaus vermitteln, der zur H2-Produktion führt [40], waren bei beiden Behandlungen die am häufigsten vorkommenden Hydrogenasen (Abb. 4A). Die Diaphorase-Untereinheit (HydB) dieser Hydrogenasen war durch die ballaststoffreiche Ernährung stark angereichert (p < 0,01, 1,8-fach höher) und wurde hauptsächlich von Firmicutes und Bacteroidota auf Stammebene kodiert (zusätzliche Datei S6).

Verteilung der A-Hydrogenase-Gene nach Stammesgruppe; B-Gene assoziierter terminaler Reduktasenverteilungen, zugewiesen durch den Stamm. Fermentative Hydrogenasen (FeFe-Hydrogenasen der Gruppen B, A1 und A2), elektronenverzweigende Hydrogenasen (FeFe-Hydrogenasen der Gruppen A3 und A4), energieumwandelnde Hydrogenasen (bidirektional; NiFe-Hydrogenasen der Gruppen 4a, 4c, 4d, 4e, 4f und 4g). ), methanogene Hydrogenasen (Fe-Hydrogenasen, Gruppe 3a, 3c, 4h, 4i und 1k NiFe-Hydrogenasen), respiratorische Hydrogenasen (Gruppe 1a, 1b, 1c, 1d, 1k, 2a), sensorische Hydrogenasen (Gruppe C FeFe-Hydrogenasen) . HydB-Hydrogenase-assoziierte Diaphorase. NifH-Nitrogenase. H2-Aufnahmewege können mit der Reduktion von Fumarat (FrdA-Fumarat-Reduktase), der Nitrat-Ammonifizierung (NrfA, ammoniakbildende Nitrit-Reduktase; NarG, dissimilatorische Nitrat-Reduktase; NapA, periplasmatische Nitrat-Reduktase), der Sulfat- und Sulfit-Reduktion (AprA-Adenylylsulfat-Reduktase; AsrA-Alternative) gekoppelt sein Sulfitreduktase; DsrA, dissimilatorische Sulfitreduktase), Dimethylsulfoxid- und Trimethylamin-N-oxid-Reduktion (DmsA DMSO- und TMAO-Reduktase), reduktive Acetogenese (AcsB, Acetyl-CoA-Synthase), aerobe Atmung (CydA Cytochrom-bd-Oxidase) und Methanogenese (McrA Methyl-CoM-Reduktase). Kein Rang bedeutet, dass auf Stammebene keine spezifischen taxonomischen Informationen vorliegen. Es wurden nur Gene mit einer durchschnittlichen relativen Häufigkeit > 1 angezeigt, während andere in der Zusatzdatei S6 angezeigt wurden. Die Signifikanz wurde mithilfe unabhängiger Wilcoxon-Rangsummentests mit zwei Gruppen getestet. Daten mit Fehlerbalken werden als Mittelwert ± Standardfehler ausgedrückt. **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/Gruppe.

Die ballaststoffreiche Ernährung reichert Gene für methanogene Hydrogenasen (Gruppe 3a [NiFe]-Hydrogenasen und [Fe]-Hydrogenasen) an, die von Methanobacteriota kodiert werden (Abb. 4A, p < 0,05, 1,5-fach höher). Durch die stärkereiche Ernährung wurden Gene angereichert, die für fermentative [FeFe]-Hydrogenasen der Gruppe B (p < 0,01, 2,2-fach höher), energieumwandelnde [NiFe]-Hydrogenasen der Gruppen 4e und 4g, respiratorische [NiFe]-Hydrogenasen der Gruppe 1d kodieren. und sensorische Gruppe C3 [FeFe] -Hydrogenasen (Abb. 4A, p <0, 05), die taxonomisch hauptsächlich Firmicutes und Spirochaetota zugeordnet wurden (Zusatzdatei S6). Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass die stärkereiche Ernährung zu einem erhöhten H2-Fluss führte, was mit einer stärkeren Fermentation und einer höheren dH2-Konzentration im Pansen einherging (Abb. 1B).

Wir haben außerdem Signaturgene analysiert, die das hydrotrophe Wachstum unterstützen, einschließlich Methanogenese, Acetogenese, Fumaratreduktion, Sulfidogenese, Nitratreduktion und aerobe Atmung [5]. Die ballaststoffreiche Ernährung wurde für mit der Methanogenese assoziierte Signaturgene ausgewählt, einschließlich Methyl-CoM-Reduktase (mcrA, Abb. 4B, p = 0,009, 1,6-fach höher), die hauptsächlich mit Methanobrevibacter assoziiert waren (zusätzliche Datei S6). Die stärkereiche Diät wurde aufgrund einer höheren Häufigkeit von [NiFe]-Hydrogenasen der Gruppe 1d (p < 0,05) ausgewählt, die von Firmicutes kodiert werden, einem membrangebundenen Enzymtyp, der bekanntermaßen die hydrotrophe Atmung unterstützt, zusammen mit dem Signaturgen für die Sulfatreduktion (aprA). , p = 0,002, 3,0-fach höher). Ein unerwartetes Ergebnis war, dass das Markergen für die hydrotrophe Acetogenese (Acetyl-CoA-Synthase, acsB, p < 0,01) bei der ballaststoffreichen Ernährung dreifach häufiger vorkam (Abb. 4B). Acetyl-CoA-Synthase ist ein reversibles Enzym, das beispielsweise die Acetatverwertung in verschiedenen sulfatreduzierenden Bakterien vermittelt [41], aber die meisten Messwerte (ca. 75 %) standen am engsten mit denen von acetogenen Firmicutes in Zusammenhang.

Die Hungate1000-Sammlung zusammengesetzter Genome, die praktisch alle Bakterien- und Archaeenarten umfasst, die aus dem Pansen verschiedener Wiederkäuerarten kultiviert wurden (30, 42), wurde verwendet, um ein besseres Verständnis der Ergebnisse dieser Studie auf Stammebene zu erlangen . Eine Million zufällige Lesevorgänge aus jeder Probe wurden extrahiert und mit den Hungate1000-Genomen abgeglichen, was zu einer durchschnittlichen Kartierungsrate von 20,2 % führte (zusätzliche Abbildung S9). Wir fanden heraus, dass die Genome von 257 und 168 durch die ballaststoffreiche bzw. stärkereiche Ernährung stärker angereichert wurden (zusätzliche Abbildung S10). Für GH43 kodierende Genome wurden durch die ballaststoffreiche Ernährung stärker angereichert und Bacteroides, Prevotella und Fibrobacter zugeordnet, während für GH13 kodierende Genome durch die stärkereiche Ernährung angereichert und Ruminobacter und Clostridium zugeordnet wurden. Die ballaststoffreiche Ernährung wählte 8 von 10 mutmaßlich methanogenen Genomen aus, die einzigartige Hydrogenasen (Gruppe 3a, 3c, 4h, 4i [NiFe]-Hydrogenasen und [Fe]-Hydrogenasen) und das Signaturgen mcrA enthalten, sowie mutmaßlich 5 von 8 hydrotrophen acetogenen Bakteriengenomen, die für elektronenverzweigende Hydrogenasen (Gruppe A3, A4 [FeFe]-Hydrogenasen) oder das Signaturgen acsB kodieren. Die stärkereiche Diät selektierte 67 von 130 Genomen, die für fermentative Hydrogenasen kodieren (Gruppe A1, A2 und B [FeFe]-Hydrogenasen), zugeordnet zu Lachnospirales und Selenomonadales, und 17 von 33 Genomen, die für respiratorische Hydrogenasen kodieren (Gruppe 1 und 2a [NiFe]-Hydrogenasen), Selenomonadales zugeordnet. Diese Genome mit terminalen Sulfat- und Sulfitreduktasen wurden durch die stärkereiche Ernährung stärker angereichert und hauptsächlich Lachnospirales zugeordnet (Zusatzdatei S7).

Wir haben eine Analyse der Rangfolge von Attributen basierend auf der unterschiedlichen Häufigkeit zwischen zwei Behandlungen durchgeführt. Fibrobacter succinogenes subsp. Der Elongatus-Stamm HM2 und das Lachnospiraceae-Bakterium AC2028, die beide beim Ballaststoffabbau eine Rolle spielen [30], waren die repräsentativsten Genome, die mit der ballaststoffreichen Ernährung angereichert wurden (p < 0,001). Sowohl Ruminobacter sp. RM87 und Succinimonas amylolytica DSM 2873, von denen bekannt ist, dass sie Stärke abbauen [30], waren die repräsentativsten Genome mit der stärkereichen Ernährung (Abb. 5A, p < 0,001, zusätzliche Abb. S11). Wir haben durch q-PCR validiert, dass 16S-rRNA-Genkopien von F. succinogenes und Ruminobacter amylophilus in den faserreichen bzw. stärkereichen Behandlungen häufiger vorkamen (zusätzliche Abbildung S12, p < 0,001). Der verstärkte Ballaststoffabbau wurde durch In-vitro-Experiment 2 weiter bestätigt, das darauf hinwies, dass die Inokulation des Mikrobioms einer ballaststoffreichen Ernährung zu einem stärkeren NDF-Abbau führte (Abb. 5B, p = 0,026).

Stoffwechselmerkmale repräsentativer Mikroorganismen. Die Messwerte jeder Probe wurden mithilfe des Burrows-Wheeler-Ausrichtungstools mit sequenzierten Genomen kultivierter Pansenmikroorganismen in der Hungate1000-Sammlung abgeglichen. Die Hydrogenasefunktion, die Substratverwertung und die Metabolitenproduktion jedes Mikroorganismus basierend auf den bekannten Wachstumseigenschaften [5, 30] sind in Blau, Orange bzw. Grün gefärbt. Die Verhältnisse zwischen den Ausrichtungen von faserreichen/stärkereichen Proben zu jedem Genom werden dargestellt und die Daten wurden als log2 (Verhältnis) ausgedrückt. Genommerkmale: fibrolytische Bakterien, Fibrobacter succinogenes subsp. Elongatus-Stamm HM2 und Lachnospiraceae-Bakterium AC2028; amylolytische Bakterien, Ruminobacter sp. RM87 und Succinimonas amylolytica DSM 2873; Acetatproduzent, Lachnospiraceae-Bakterium G41 und Fibrobacter succinogenes subsp elongatus Stamm HM2; Butyratproduzent, Lachnospiraceae-Bakterium AC2028 und Butyrivibrio sp. LB2008; Laktatnutzer und Propionatproduzent, Megasphaera elsdenii Stamm J1 und Anaerovibrio lipolyticus LB2005; hydrotrophes Methanogen, Methanobrevibacter thaueri-Stämme DSM 11995 und sp. YE315; Acetogene, Acetitomaculum ruminis DSM 5522. Detaillierte Informationen zu anderen Genomen finden Sie in der Zusatzdatei S7; B-Methan (CH4)-Produktion, Neutraldetergensfaser (NDF)-Abbau, pH-Wert und flüchtige Fettsäure (VFA)-Profil des In-vitro-Pansenversuchs 2 mit Reisstrohfermentation durch Inokulation von faserreichen oder stärkereichen ausgewählten Mikrobiomen. Daten mit Fehlerbalken werden als Mittelwert ± Standardfehler ausgedrückt. **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/Gruppe.

Wir haben die beiden am häufigsten vorkommenden Genome von Mikroorganismen ausgewählt, von denen angenommen wird, dass sie Acetat, Propionat oder Butyrat produzieren (zusätzliche Datei S7). Das Mikrobiom der ballaststoffreichen Ernährung begünstigte die Acetat- und Butyratproduktion, während es mit den Bakterien Lachnospiraceae G41 und AC2028, F. succinogenes subsp., angereichert war. elongatus-Stamm HM2 und Butyrivibrio sp. LB2008 (p < 0,01), während das Mikrobiom der stärkereichen Ernährung die Propionatproduktion mit Laktat als Zwischenprodukt sowie die Anreicherung des Megasphaera elsdenii-Stammes J1 und des Anaerovibrio lipolyticus LB2005 begünstigte (p < 0,001, zusätzliche Abb. S11). Diese Ergebnisse wurden durch In-vitro-Experiment 2 weiter verifiziert, indem Reisstroh, das mit faserreichen oder stärkereichen ausgewählten Mikrobiomen beimpft wurde, inkubiert wurde (Abb. 5B). Dementsprechend kodierten fünf der sechs repräsentativen Genome für fermentative, elektronenverzweigende und energieumwandelnde Hydrogenasen, während ein Genom (z. B. Megasphaera elsdenii-Stamm J1) die Fähigkeit hatte, H2 als Substrat für die VFA-Produktion zu verwenden (Abb. 5A). Diese Ergebnisse bestätigten weiterhin, dass Nahrungskohlenhydrate für Mikrobiome mit unterschiedlichen Wegen der VFA-Produktion und des H2-Stoffwechsels ausgewählt wurden.

Wir haben Genome ausgewählt, die Markergene für die hydrotrophe Methanogenese (mcrA) und Acetogenese (acsB) kodieren. Die am häufigsten vorkommenden Genome waren die Stämme Methanobrevibacter thaueri DSM 11995 und sp. YE315 sowie das hydrotrophe Acetogen Acetitomaculum ruminis DSM 5522 (43), die alle mit der ballaststoffreichen Diät angereichert wurden (Abb. 5A und Abb. S11, p <0, 01, Zusatzdatei S7). Sowohl M. thaueri-Stämme DSM 11995 als auch sp. YE315 kodiert für methanogene Hydrogenasen, die H2 verwenden, um CO2 zu CH4 zu reduzieren, während A. ruminis DSM 5522 für elektronenverzweigende [FeFe]-Hydrogenasen der Gruppe A3 kodiert, von denen vorhergesagt wird, dass sie H2 verwenden, um CO2 zu Acetat zu reduzieren (Abb. 5A). Das acsB-Gen ist auch in einigen Butyrat produzierenden Bakterien (z. B. Eubacterium limosum) kodiert, die über den Wood-Ljungdahl-Weg Acetat produzieren und es in Butyrat umwandeln [44, 45]. In-vitro-Experiment 2 wiederum, bei dem Reisstroh das einzige Substrat war, zeigte, dass die Inokulation des faserreichen ausgewählten Mikrobioms im Vergleich zum stärkereichen ausgewählten Mikrobiom zu einer geringeren CH4- und einer höheren Acetat- und Butyratproduktion führte (Abb. 5B, p < 0,05). ). Dies legt die Möglichkeit nahe, dass sich die ballaststoffreiche Ernährung möglicherweise für hydrotrophe Acetogene entschieden hat, die möglicherweise einen Teil des H2 verwenden, das sonst für die Methanogenese verwendet würde, um Acetat zu produzieren.

Die ballaststoffreiche Diät wurde für fibrolytische Bakterien (z. B. Fibrobacter und Ruminococcus) ausgewählt und mit Genen angereichert, die für Xylosidasen kodieren (z. B. GH43, Abb. 6A). Die charakteristischen Mikrobiom- und Stoffwechselstrategien, die durch die ballaststoffreiche Ernährung gefördert werden, dürften für Wiederkäuer, die unter rauen Umweltbedingungen leben, wichtig sein, da sie es ihnen ermöglichen, minderwertige Pflanzenbiomasse zu verdauen und zu fermentieren, um VFA zu produzieren, das vom Wirtstier zur Erhaltung verwendet wird. Fortpflanzung und Wachstum. Tibetische Wiederkäuer, die gut an die Verdauung minderwertiger Futtermittel angepasst sind [15, 46], beherbergen nachweislich mehr fibrolytische Bakterien als Tieflandwiederkäuer, insbesondere Ruminococcus albus (100-fach höher) und F. succinogenes (50-fach). höher) [47]. Das Kamel, das in der kargen Wüstensteppe lebt und Zugang zu den verholzten gröbsten Teilen seltener Pflanzen hat, weist im Vergleich zu heimischen Wiederkäuern wie Rindern und Schafen ebenfalls eine größere Anreicherung faserabbauender Pansenbakterien auf [48, 49]. Darüber hinaus können fibrolytische Bakterien auch im Hinterdarm von Nichtwiederkäuern, einschließlich Schweinen [50], Pferden [51] und Kaninchen [52], angereichert werden, wenn der Ballaststoffgehalt der Nahrung erhöht wird. Die Vermehrung fibrolytischer Bakterien zur verbesserten Ballaststoffverwertung kann eine wichtige Stoffwechselstrategie für Wirtstiere sein, um sich an den Verzehr verholzter Nahrung anzupassen. Allerdings könnte die Anreicherung fibrolytischer Bakterien durch die ballaststoffreiche Behandlung mit einer erhöhten CH4-Produktion verbunden sein, was zu einer Verringerung der Effizienz der Nahrungsenergienutzung führt.

Eine konsolidierende Analyse zu Enzymen, Mikroorganismen der Hungate1000-Sammlung, Metaboliten und Rekrutierung von Signalwegen. „+ H2“, H2 produziert; „- H2“, H2 verbraucht. Die Faltungsänderungen (links: faserreich/stärkereich; rechts: stärkereich/faserreich) von Enzymen oder Mikroorganismen in jeder Gruppe werden außerdem beschriftet und in der Zusatzdatei S8 im Detail dargestellt; B schlug Modelle für den H2-Metabolismus im Pansen vor. Repräsentative Arten oder Gattungen und entsprechende Hydrogenasen sind neben dem Pfeil dargestellt und aus den Abbildungen entnommen. 1B, C, 4A, 5 und zusätzliche Datei S8. Die durchgezogene und die gepunktete Linie (Quadrat) zeigten Trends zu verbesserten bzw. reduzierten Pfaden an. H2 Wasserstoff. Die Aufwärtspfeile bedeuten erhöhte Metaboliten; Die Abwärtspfeile bedeuten verringerte Metaboliten.

Das erste wichtige Ergebnis dieser Arbeit ist, dass eine ballaststoffreiche Ernährung im Vergleich zu einer stärkereichen Ernährung die Häufigkeit des acsB-Gens, das für die Acetyl-CoA-Synthase von Hydrogenotrophen Acetogenen (z. B. Acetitomaculum spp.) kodiert, erhöhte. Hydrogenotrophe Acetogene wurden aus den mikrobiellen Ökosystemen im Pansen und Vorderdarm von Rindern und Kängurus, die mit viel Futter gefüttert wurden, sowie aus dem Hinterdarm holzfressender Termiten isoliert [14, 43, 53]. Einige hydrotrophe Pansenacetogene (z. B. Acetitomaculum) haben die Fähigkeit, anorganische (H2/CO2) und organische Substrate (z. B. Cellobiose und Glucose) gleichzeitig als Energie- und Kohlenstoffquellen zu nutzen, während andere (z. B. Blautia sp. Ser8) dies nicht tun H2 in Gegenwart von Glucose, wodurch Acetat als einziges reduziertes Endprodukt entsteht [16, 54]. Eine Diskrepanz zu anderen Studien besteht darin, dass wir in der stärkereichen Ernährung eine größere Häufigkeit von Spirochaetota beobachteten, wohingegen Spirochaetota nachweislich durch ballaststoffreiche Ernährung stimuliert wird und bei anderen Tierwirten zu acetogenen Hydrogenen führen kann [55,56,57]. Es ist unklar, ob unsere Ergebnisse durch die Spezifität der Primer, die zur Profilierung der Zusammensetzung der Gemeinschaft verwendet werden, noch verstärkt werden. Dennoch deuten die metagenomischen und aktivitätsbasierten Analysen darauf hin, dass neben der fermentativen Acetatproduktion auch eine Zunahme der Häufigkeit acetogener Bakterien zu einer erhöhten Acetatproduktion bei ballaststoffreicher Ernährung beitragen kann. Da einige Butyrat-produzierende Bakterien (z. B. Eubacterium limosum) das acsB-Gen für die Acetyl-CoA-Synthase kodieren, kann ein größerer Anteil des von faserreichen ausgewählten Mikrobiomen produzierten Butyrats durch den Acetatpool gelangen.

Diese Arbeit liefert wiederum neue Erkenntnisse über die mögliche Rolle der hydrotrophen Acetogenese in den mikrobiellen Gemeinschaften im Pansen, die durch die ballaststoffreiche Ernährung ausgewählt werden. Studien berichten, dass Methanogene aufgrund ihrer höheren Affinität zu H2 und der geringeren Gibbs-Energieänderung der H2-Nutzung für die Methanogenese im Vergleich zur hydrotrophen Acetogenese die Acetogene übertreffen können [7, 58]. Die klassische Theorie besagt, dass die Stimulierung von Acetogenen eine wirksame Strategie zur Umlenkung von metabolischem Wasserstoff in Richtung Acetatproduktion in methanogenesehemmenden Szenarien mit erhöhter H2-Konzentration im Pansen sein könnte [5]. Wir fanden jedoch eine erhöhte Häufigkeit des Markergens für die hydrotrophe Acetogenese (z. B. acsB) bei geringerer dH2-Konzentration in der ballaststoffreichen Ernährung. Unser In-vitro-Experiment 2 mit Reisstroh als einzigem Substrat zeigte, dass die Inokulation mit einem faserreichen ausgewählten Mikrobiom paradoxerweise die Acetatproduktion förderte und die CH4-Produktion im Vergleich zum stärkereichen ausgewählten Mikrobiom verringerte. Diese Ergebnisse legen nahe, dass eine größere Gemeinschaft von hydrogenotrophen Acetogenen im faserreichen ausgewählten Mikrobiom möglicherweise mit Methanogenen um H2 konkurriert. Es gab Spekulationen, dass hochgelegene Wiederkäuer wie Yak und tibetische Schafe im Vergleich zu Tieflandrindern und -schafen die Acetatproduktion mit geringerer CH4-Bildung begünstigen könnten [15, 59]. Es wird geschätzt, dass der Einbau von molekularem Wasserstoff in die hydrotrophe Acetogenese etwa 1 % des gebildeten Acetats ausmacht und 1 bis 2 % der gesamten Reduktionsäquivalente ausmacht, die in mit Schafpansenflüssigkeit beimpften In-vitro-Kulturen eingebaut werden [60]. Die Stimulierung der durch Acetogene synthetisierten Acetatmenge würde nicht nur die Emission des Treibhausgases CH4 verringern, sondern auch dazu beitragen, die Energieeffizienz der Wirtstiere zu verbessern. Solche Wege der Energiegewinnung könnten eine Wettbewerbsstrategie für Wiederkäuer sein, die mit minderwertiger Nahrung gefüttert werden.

Eine hohe Stärkeaufnahme führt im Allgemeinen zu einem verringerten pH-Wert und sogar zu einer subklinischen oder Milchpansenazidose [17]. Wir fanden heraus, dass eine schrittweise Erhöhung der Nahrungsstärke auf bis zu 90 % den pH-Wert nicht unter 6,0 senkte oder das Pansenepithel schädigte, obwohl die Laktatkonzentration deutlich anstieg. Die Anreicherung von M. elsdenii und A. lipolyticus, die den Acrylatweg zur Umwandlung von Laktat in Propionat nutzen, ist wahrscheinlich wichtig für die Vermeidung einer Azidose. Berichten zufolge verwertet M. elsdenii 60–80 % des im Pansen produzierten Laktats [61] und macht 20 % der Laktatverwerter im Pansen von Tieren aus, die mit hochkonzentrierter Nahrung gefüttert werden [62]. A. lipolyticus kann auch Laktat verwerten und als Endprodukt Propionat produzieren [63, 64]. Zusätzlich zur Verhinderung der Laktatakkumulation [17, 65] baut die Laktatumwandlung in Propionat Reduktionsmittel in NADH ein und konkurriert so mit der H2-Bildung und letztendlich der Methanogenese [66]. Eine starke Gemeinschaft von Bakterien, die Laktat über Acrylat in Propionat umwandeln, kann die Ansammlung von Laktat verhindern und zur Erhaltung eines gesunden Pansens beitragen.

Ein zweites wichtiges Ergebnis dieser Arbeit ist, dass sowohl in faserreichen als auch stärkereichen ausgewählten Mikrobiomen elektronenverzweigende [FeFe]-Hydrogenasen der Gruppe A3 als primäre Mediatoren der ruminalen H2-Produktion vermutet wurden. Dieses Ergebnis deckt sich mit den Erkenntnissen über die Bedeutung der H2-Bildung durch Elektronenkonfurkation im Pansen [67]. Ebenso wichtig ist die unterschiedliche Häufigkeit von Hydrogenasen und ihre Beziehung zur Methanogenese, die durch die beiden Diäten gefördert wird. Die ballaststoffreiche Ernährung führte zu einer niedrigen dH2-Konzentration im Pansen und einer erhöhten Häufigkeit der HydB-Untereinheit der elektronenverzweigenden Gruppe A3 [FeFe]-Hydrogenasen. Die stärkereiche Ernährung führte zu einer höheren dH2-Konzentration im Pansen und erhöhte die Häufigkeit von Genen, die für fermentative [FeFe]-Hydrogenasen der Gruppe B sowie für energieumwandelnde 4e- und 4g-[NiFe]-Hydrogenasen kodieren, die die Ferredoxinoxidation an die H2-Produktion im anaeroben Prozess koppeln Bakterien, einschließlich Firmicutes und Spirochaetota (Abb. 6A). Eine erhöhte dH2-Konzentration im Pansen bei der stärkereichen Ernährung ging mit einer verringerten Häufigkeit von Genen einher, die für methanogene [NiFe]- und [Fe]-Hydrogenasen sowie Methyl-CoM-Reduktasen kodieren, die die hydrotrophe Methanogenese vermitteln, was mit einer verringerten CH4-Produktion im Einklang steht . Ein Mechanismus, der eine geringere CH4-Bildung aus Konzentraten erklärt, basierend auf einer schnelleren Wachstumsrate und/oder einer niedrigeren maximalen Wachstumsrate von Methanogenen, was zu einer höheren H2-Konzentration führt und folglich die Acetat- und H2-Bildung thermodynamisch ungünstiger wird, wobei letztendlich weniger H2 für die CH4-Bildung zur Verfügung steht. wurde bereits vorgeschlagen [7]. Unser Befund einer verringerten Häufigkeit methanogener Hydrogenasen bei der stärkereichen Ernährung steht im Einklang mit diesem Vorschlag, da aufgrund der schnelleren Pansenausflussraten und des niedrigeren Pansen-pH-Werts, die mit der Fütterung von Kraftfutter einhergehen, vermutlich weniger Methanogene und methanogene Enzyme im Pansen vorhanden wären. Höhere H2-Konzentrationen begünstigen wiederum thermodynamisch H2-einbauende Wege wie die Propionatproduktion, was mit der erhöhten Häufigkeit respiratorischer 1d-[NiFe]-Hydrogenasen und mutmaßlicher sensorischer C3-[FeFe]-Hydrogenasen im Zusammenhang mit Firmicutes übereinstimmt und die hydrotrophe Atmung unterstützt (z. B. Selenomonas) [5].

Insgesamt deuten unsere Ergebnisse darauf hin, dass die Art der an Wiederkäuer verfütterten Kohlenhydrate die Zusammensetzung und Funktion des Pansenmikrobioms mit einem ausgeprägten H2-Metabolismus verändert, der eng mit der Pansen-Methanogenese sowie der VFA-Produktion und dem VFA-Profil zusammenhängt (Abb. 6B). Die ballaststoffreiche Ernährung war reich an fibrolytischen Bakterien und verbesserte die Ballaststoffverwertung sowie die Acetat- und H2-Produktion, zusammen mit einer erhöhten Häufigkeit von Methanogenen und einer größeren CH4-Produktion sowie verringerten H2-Konzentrationen. Eine erhöhte Acetatproduktion durch das faserreiche ausgewählte Mikrobiom könnte teilweise auf die hydrotrophe Acetogenese zurückzuführen sein und wäre, wenn sie sich bestätigt, eine neuartige Stoffwechselstrategie für Wiederkäuer, um H2 und CO2 im Vergleich zur CH4-Produktion effizienter für den Wirt zu nutzen. Die stärkereiche Ernährung ist mit amylolytischen Bakterien angereichert und steigert die Propionatproduktion über den Acrylatweg mit Laktat als Zwischenprodukt. Dies trägt zur Erhaltung eines gesunden Pansens bei und verringert die Produktion von H2, das für die Methanogenese zur Verfügung steht. Eine hohe Stärkeaufnahme erhöhte die Fermentation mit verringerter Methanogenhäufigkeit und verursachte einen Anstieg der dH2-Konzentration im Pansen, begleitet von einer größeren Häufigkeit von Hydrogenasen, die an der hydrotrophen Atmung beteiligt sind. Diese Ergebnisse liefern neue Einblicke in unterschiedliche H2-Stoffwechselwege in der Pansenmikrobiota von Rindern, um sich an Interventionen anzupassen, die auf der Fütterung von Kohlenhydraten mit unterschiedlicher Fermentierbarkeit basieren, und helfen, Energiegewinnungsstrategien, die Erhaltung eines gesunden Pansens und die CH4-Minderung bei Wiederkäuern zu verstehen. Weitere Arbeiten sind erforderlich, um die Anpassung, Widerstandsfähigkeit und Besiedlung von Bakterien mit der metabolischen Flexibilität zur Nutzung von H2 im Pansen sowie deren Nutzen für Wirtstiere aufzuklären.

Alle Daten sind im Haupttext oder in den ergänzenden Materialien verfügbar. Rohdaten der 16S-rRNA-Gensequenzierung von Pansenmikrobiota sind im National Center for Biotechnology Information (NCBI, Projektnummer PRJNA736529) verfügbar. Rohdaten der metagenomischen Sequenzierung von Pansenmikrobiota sind beim NCBI verfügbar (Projektnummer PRJNA779163).

Flint HJ. Abbau von Polysacchariden durch anaerobe Mikroorganismen im Darm von Säugetieren. Adv Appl Microbiol. 2004;56:89–120.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Abbas W, Howard JT, Paz HA, Hales KE, Wells JE, Kuehn LA, et al. Einfluss der Wirtsgenetik auf die Gestaltung der Pansenbakteriengemeinschaft bei Rindern. Sci Rep. 2020;10:15101.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hungate RE. Wasserstoff als Zwischenprodukt bei der Pansengärung. Arch Mikrobiol. 1967;59:158–64.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Robinson JA, Tiedje JM. Kinetik des Wasserstoffverbrauchs durch Pansenflüssigkeit, anaeroben Faulschlamm und Sediment. Appl Environ Microbiol. 1982;44:1374–84.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Greening C, Geier R, Wang C, Woods LC, Morales SE, McDonald MJ, et al. Verschiedene Produktions- und Verbrauchswege für Wasserstoff beeinflussen die Methanproduktion bei Wiederkäuern. ISME J. 2019;13:2617–32.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vignais PM, Billoud B, Meyer J. Klassifizierung und Phylogenie von Hydrogenasen. FEMS Microbiol Rev. 2001;25:455–501.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Janssen PH. Einfluss von Wasserstoff auf die Methanbildung im Pansen und das Fermentationsgleichgewicht durch mikrobielle Wachstumskinetik und Fermentationsthermodynamik. Anim Feed Sci Technol. 2010;160:1–22.

Artikel CAS Google Scholar

Wolf PG, Biswas A, Morales SE, Greening C, Gaskins HR. Der H2-Metabolismus ist bei menschlichen Dickdarmmikroben weit verbreitet und vielfältig. Darmmikroben. 2016;7:235–45.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang R, Bai Z, Chang J, Li Q, Hristov AN, Smith P, et al. Chinas emissionsarme Wege zur klimaneutralen Tierproduktion für tierische Lebensmittel. Innovation. 2022;3:100220.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang F, Harindintwali JD, Yuan Z, Wang M, Wang F, Li S, et al. Technologien und Perspektiven zur Erreichung der CO2-Neutralität. Innovation. 2021;2:100180.

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Henderson G, Cox F, Ganesh S, Jonker A, Young W, Abecia L, et al. Die Zusammensetzung der mikrobiellen Gemeinschaft im Pansen variiert je nach Ernährung und Wirt, ein Kernmikrobiom findet sich jedoch in einem weiten geografischen Bereich. Sci Rep. 2015;5:14567.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Knapp JR, Laur GL, Vadas PA, Weiss WP, Tricarico JM. Eingeladene Rezension: enterisches Methan in der Milchviehproduktion: Quantifizierung der Möglichkeiten und Auswirkungen der Emissionsreduzierung. J Milchwissenschaft. 2014;97:3231–61.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Beauchemin KA, McGinn SM. Methanemissionen von Mastrindern, die mit Gerste oder Mais gefüttert wurden. J Milchwissenschaft. 2005;83:653–61.

CAS Google Scholar

Godwin S, Kang A, Gulino LM, Manefield M, Gutierrez-Zamora ML, Kienzle M, et al. Untersuchung des mikrobiellen Stoffwechsels von Kohlendioxid und Wasserstoff im Vorderdarm des Kängurus durch Stabilisotopensondierung. ISME J. 2014;8:1855–65.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang Z, Xu D, Wang L, Hao J, Wang J, Zhou X, et al. Konvergente Entwicklung von Pansenmikrobiomen bei Säugetieren in großen Höhen. Curr Biol. 2016;26:1873–9.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Joblin KN. Pansenacetogene und ihr Potenzial zur Senkung der Methanemissionen von Wiederkäuern. Aust J Agric Res. 1999;50:1307–13.

Artikel Google Scholar

Owens FN, Secrist DS, Hill WJ, Gill DR. Azidose bei Rindern: eine Übersicht. J Anim Sci. 1998;76:275–86.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Malekkhahi M, Tahmasbi AM, Naserian AA, Danesh-Mesgaran M, Kleen JL, AlZahal O, et al. Auswirkungen der Ergänzung von aktiver Trockenhefe und Malat während einer subakuten Pansenazidose auf die Pansenfermentation, die Mikrobenpopulation, ausgewählte Blutmetaboliten und die Milchproduktion bei Milchkühen. Anim Feed Sci Technol. 2016;213:29–43.

Artikel CAS Google Scholar

Kleen JL, Hooijer GA, Rehage J, Noordhuizen JPTM. Subakute Pansenazidose (SARA) bei Milchkühen. J Vet Med. 2003;50:406–14.

Artikel CAS Google Scholar

Ungerfeld EM. Metabolische Wasserstoffströme bei der Pansengärung: Prinzipien und Eingriffsmöglichkeiten. Vordere Mikrobiol. 2020;11:589.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang M, Wang R, Tang SX, Tan ZL, Zhou CS, Han XF, et al. Vergleiche manueller und automatisierter Inkubationssysteme: Auswirkungen von Entlüftungsverfahren auf die In-vitro-Psensfermentation. Livest Sci. 2016;184:41–45.

Artikel Google Scholar

AOAC, Horwitz W. Offizielle Analysemethoden von AOAC International. 16. Aufl. Arlington, VA: Verband offizieller analytischer Chemiker; 1995.

Google Scholar

Soest PJ, Robertson JB, Lewis BA. Symposium: Kohlenhydratmethodik, Stoffwechsel und Auswirkungen auf die Ernährung bei Milchvieh. J Milchwissenschaft. 1991;74:3585–97.

Google Scholar

Kartchner RJ, Theurer B. Vergleich der Hydrolysemethoden, die bei der Analyse von Futtermitteln, Digesta und Fäkalienstärke verwendet werden. J Agrarlebensmittelchemie. 1981;29:8–11.

Artikel CAS Google Scholar

Wang M, Sun XZ, Janssen PH, Tang SX, Tan ZL. Reaktionen der Methanproduktion und der Fermentationswege auf die erhöhte Konzentration gelösten Wasserstoffs, die von acht Substraten in In-vitro-Pansenkulturen erzeugt wird. Anim Feed Sci Technol. 2014;194:1–11.

Artikel Google Scholar

Canale A, Valente ME, Ciotti A. Bestimmung flüchtiger Carbonsäuren (C1–C5i) und Milchsäure in wässrigen Säureextrakten von Silage durch Hochleistungsflüssigkeitschromatographie. J Sci Food Agric. 1984;35:1178–82.

Artikel CAS Google Scholar

Ma ZY, Zhang XM, Wang R, Wang M, Liu T, Tan ZL. Auswirkungen der chemischen und mechanischen Lyse auf die mikrobielle DNA-Ausbeute, die Integrität und die nachgeschaltete Amplikonsequenzierung von Pansenbakterien und Protozoen. Vordere Mikrobiol. 2020;11:581227.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Schmittgen TD, Livak KJ. Analyse von Echtzeit-PCR-Daten mit der vergleichenden CT-Methode. Nat-Protokoll. 2008;3:1101–8.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Ma Z, Wang R, Wang M, Zhang X, Mao H, Tan Z. Kurze Mitteilung: Variabilität der Fermentationsendprodukte und Methanogengemeinschaften in verschiedenen Pansenstandorten von Milchkühen. J Milchwissenschaft. 2018;101:5153–8.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Seshadri R, Leahy SC, Attwood GT, Teh KH, Lambie SC, Cookson AL, et al. Kultivierung und Sequenzierung von Pansen-Mikrobiom-Mitgliedern aus der Hungate1000-Sammlung. Nat Biotechnol. 2018;36:359–67.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Uritskiy GV, DiRuggiero J, Taylor J. MetaWRAP – eine flexible Pipeline für die genomaufgelöste metagenomische Datenanalyse. Mikrobiom. 2018;6:158.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Witten IH, Frank E, Hall MA, Pal CJ. Data Mining: praktische Werkzeuge und Techniken für maschinelles Lernen. 4. Aufl. Burlington: Morgan Kaufmann; 2016.

Kolde R, Laur S, Adler P, Vilo J. Robuste Rangaggregation für die Genlistenintegration und Metaanalyse. Bioinformatik. 2012;28:573–80.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lane MA, Baldwin RLT, Jesse BW. Entwicklungsbedingte Veränderungen der Genexpression ketogener Enzyme während der Pansenentwicklung von Schafen. J Anim Sci. 2002;80:1538–44.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Helenius TO, Misiorek JO, Nystrom JH, Fortelius LE, Habtezion A, Liao J, et al. Das Fehlen von Keratin 8 reguliert HMGCS2 im Kolonozyten herunter und moduliert die Ketogenese und den Energiestoffwechsel im Dickdarm. Mol Biol Zelle. 2015;26:2298–310.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Diernaes L, Sehested J, Moller PD, Skadhauge E. Natrium- und Chloridtransport durch das Pansenepithel von Rindern in vitro: Wirkung von kurzkettigen Fettsäuren und Amilorid. Exp Physiol. 1994;79:755–62.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Lin L, Xie F, Sun D, Liu J, Zhu W, Mao S. Der Crosstalk zwischen Pansenmikrobiom und Wirt stimuliert die Entwicklung des Pansenepithels in einem Lammmodell. Mikrobiom. 2019;7:83.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Mao S, Zhang M, Liu J, Zhu W. Charakterisierung der bakteriellen Mikrobiota im Magen-Darm-Trakt von Milchvieh: Zusammensetzung und potenzielle Funktion. Sci Rep. 2015;5:16116.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kanehisa M, Goto S. KEGG: Kyoto-Enzyklopädie der Gene und Genome. Nukleinsäuren Res. 2000;28:27–30.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang S, Huang H, Kahnt J, Thauer, Rudolf K. Eine reversible elektronenverzweigende Ferredoxin- und NAD-abhängige [FeFe]-Hydrogenase (HydABC) in Moorella thermoacetica. J Bakteriol. 2013;195:1267–75.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Adam PS, Borrel G, Gribaldo S. Evolutionsgeschichte der Kohlenmonoxiddehydrogenase/Acetyl-CoA-Synthase, einem der ältesten Enzymkomplexe. Proc Natl Acad Sci USA. 2018;115:E1166–E73.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Creevey CJ, Kelly WJ, Henderson G, Leahy SC. Bestimmung der Kultivierbarkeit des Pansenbakterien-Mikrobioms. Mikrobiotechnologie. 2014;7:467–79.

Artikel Google Scholar

Greening RC, Leedle JA. Anreicherung und Isolierung von Acetitomaculum ruminis, Gen. Nov., sp. Nov.: Acetogene Bakterien aus dem Rinderpansen. Arch Microbiol. 1989;151:399–406.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kelly WJ, Henderson G, Pacheco DM, Li D, Reilly K, Naylor GE, et al. Die vollständige Genomsequenz von Eubacterium limosum SA11, einem metabolisch vielseitigen Pansenacetogen. Stand Genom Sci. 2016;11:26.

Artikel Google Scholar

Genthner BRS, Davis CL, Bryant MP. Merkmale von Pansen- und Klärschlammstämmen von Eubacterium limosum, einer Methanol- und H2-CO2-verwertenden Art. Appl Environ Microbiol. 1981;42:12–19.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ding Anim Feed Sci Technol. 2010;162:91–98.

Artikel CAS Google Scholar

Huang X. Mikrobielle Diversität von Wiederkäuern im Pansen auf dem tibetischen Qinghai-Plateau, Dissertation. Lanzhou, China: Universität Lanzhou; 2013.

Google Scholar

Gharechahi J, Zahiri HS, Noghabi KA, Salekdeh GH. Eingehende Diversitätsanalyse der im Kamelpansen ansässigen Bakteriengemeinschaft. Syst Appl Microbiol. 2015;38:67–76.

Artikel PubMed Google Scholar

Kayouli C, Jouany JP, Demeyer DI, Aliali, Taoueb H, Dardillat C. Vergleichende Studien zum Abbau und zur mittleren Verweilzeit fester und flüssiger Phasen in den Vormägen von Dromedaren und Schafen, die mit minderwertigem Raufutter aus Tunesien gefüttert wurden. Anim Feed Sci Technol. 1993;40:343–55.

Artikel CAS Google Scholar

Varel VH, Fryda SJ, Robinson IM. Cellulolytische Bakterien aus dem Dickdarm von Schweinen. Appl Environ Microbiol. 1984;47:219–21.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Goodson J, Tyznik WJ, Cline JH, Dehority BA. Auswirkungen einer abrupten Ernährungsumstellung von Heu auf Konzentration auf die Mikrobenzahl und die physische Umgebung im Blinddarm des Ponys. Appl Environ Microbiol. 1988;54:1946–50.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Boulahrouf A, Fonty G, Gouet P. Etablierung, Zählung und Identifizierung der fibrolytischen Mikroflora im Verdauungstrakt von Kaninchen – Einfluss des Futterzellulosegehalts. Curr Mikrobiol. 1991;22:21–25.

Artikel Google Scholar

Kane MD, Breznak JA. Acetonema longum gen.nov.sp.nov., ein H2/CO2-acetogenes Bakterium aus der Termite Pterotermes occidentis. Arch Microbiol. 1991;156:91–98.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Morvan B, Fonty G. Mixotrophie durch acetogene Bakterien im Pansen bei der Nutzung von Wasserstoff und Zucker. Ann Zootech. 1996;45:354–354.

Artikel Google Scholar

Graber JR, Breznak JA. Physiologie und Ernährung von Treponema primitia, einer H2/CO2-acetogenen Spirochäte aus Termitenhinterdärmen. Appl Environ Microbiol. 2004;70:1307–14.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang X, Matson EG, Leadbetter JR. Gene für selenabhängige und unabhängige Formiatdehydrogenase in den Darmmikrobengemeinschaften von drei niederen, holzfressenden Termiten und einer holzfressenden Plötze. Umwelt Mikrobiol. 2011;13:307–23.

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Dougal K, de la Fuente G, Harris PA, Girdwood SE, Pinloche E, Geor RJ, et al. Charakterisierung der fäkalen Bakteriengemeinschaft bei erwachsenen und älteren Pferden, die mit einer ballaststoffreichen, öl- oder stärkereichen Diät gefüttert wurden, mittels 454-Pyrosequenzierung. Plus eins. 2014;9:e87424.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Cordruwisch R, Seitz HJ, Conrad R. Die Fähigkeit hydrotropher anaerober Bakterien, um Spuren von Wasserstoff zu konkurrieren, hängt vom Redoxpotential des terminalen Elektronenakzeptors ab. Arch Microbiol. 1988;149:350–7.

Artikel CAS Google Scholar

Wang WM, Ungerfeld E, Degen AA, Jing X, Guo W, Zhou J, et al. Das Verhältnis des Pansen-Inokulums von tibetischen und kleinschwänzigen Han-Schafen beeinflusste die In-vitro-Fermentation und Verdaulichkeit. Anim Feed Sci Technol. 2020;267:114562.

Artikel Google Scholar

Raju P. Homoacetogenese als alternative Wasserstoffsenke im Pansen: eine Dissertation, die teilweise die Anforderungen für den Doktorgrad der Philosophie in Mikrobiologie und Genetik an der Massey University erfüllt. Palmerston North, 2016.

Counotte GH, Prins RA, Janssen RH, Debie MJ. Rolle von Megasphaera elsdenii bei der Fermentation von dl-[2-C]lactat im Pansen von Milchvieh. Appl Environ Microbiol. 1981;42:649–55.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mackie RI, Gilchrist FMC, Heath S. Eine In-vivo-Studie über Pansenmikroorganismen, die den Laktatumsatz und seinen Beitrag zur Produktion flüchtiger Fettsäuren beeinflussen. J Agrarwissenschaft. 1984;103:37–51.

Artikel CAS Google Scholar

Strmple C, Jarvis GN. Anaerovibrio: Bergeys Handbuch zur Systematik von Archaeen und Bakterien. Hoboken: Wiley; 2015. S. 1–5

Prive F, Kaderbhai NN, Girdwood S, Worgan HJ, Pinloche E, Scollan ND, et al. Identifizierung und Charakterisierung von drei neuen Lipasen der Familien II und V aus Anaerovibrio lipolyticus 5ST. Plus eins. 2013;8:e69076.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chen L, Shen Y, Wang C, Ding L, Zhao F, Wang M, et al. Verschiebungen des Laktatabbaumusters von Megasphaera elsdenii in Pansenazidose-Modellen. Vordere Mikrobiol. 2019;10:162.

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Kamke J, Kittelmann S, Soni P, Li Y, Tavendale M, Ganesh S, et al. Pansen-Metagenom- und Metatranskriptom-Analysen von Schafen mit geringem Methanertrag zeigen ein Sharpea-angereichertes Mikrobiom, das durch die Bildung und Nutzung von Milchsäure gekennzeichnet ist. Mikrobiom. 2016;4:56.

Xie F, Jin W, Si H, Yuan Y, Tao Y, Liu J, et al. Ein integrierter Genkatalog und über 10.000 aus Metagenomen zusammengesetzte Genome aus dem Magen-Darm-Mikrobiom von Wiederkäuern. Mikrobiom. 2021;9:137.

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

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Wir danken Zhi Peng Li, Sheng Yong Mao und Qiang Qiu für die Diskussionen. Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (Grant Nos. 31922080, 32002204), dem Strategic Priority Research Program der Chinese Academy of Sciences (Grant Nos. XDA26040203), dem Hunan Province Science and Technology Plan (2020NK2066, 2022NK2021), China, unterstützt Agrarforschungssystem von MOF und MARA, Youth Innovation Promotion Association CAS (Grant-Nr. Y202078), Offener Fonds des Schlüssellabors für agrarökologische Prozesse in der subtropischen Region der Chinesischen Akademie der Wissenschaften (Grant-Nr. ISA2021203). CG wird durch ein NHMRC EL2 Fellowship (APP1178715) unterstützt.

Diese Autoren haben gleichermaßen beigetragen: Qiu Shuang Li, Rong Wang.

Schlüssellabor für agrarökologische Prozesse in subtropischen Regionen, Institut für subtropische Landwirtschaft, Chinesische Akademie der Wissenschaften, Changsha, Hunan, China

Qiu Shuang Li, Rong Wang, Xiu Min Zhang, Jin Zhen Jiao, Zhi Liang Tan und Min Wang

Universität der Chinesischen Akademie der Wissenschaften, Peking, China

Qiu Shuang Li, Zhi Liang Tan und Min Wang

Hochschule für pastorale Agrarwissenschaft und -technologie, Universität Lanzhou, Lanzhou, China

Zhi Yuan Ma

Staatliches Schlüssellabor für die Erhaltung und Nutzung von Bioressourcen in Yunnan, School of Life Sciences, Yunnan University, Kunming, Yunnan, China

Zhi Gang Zhang

Regionales Forschungszentrum Carillanca, Agrarforschungsinstitut (INIA), Temuco, Chile

Emilio M. Ungerfeld

Hunan Institut für Tier- und Veterinärwissenschaften, Changsha, Hunan, China

Kang Le Yi & Bai Zhong Zhang

Xiangxi Cattle Engineering Technology Center der Provinz Hunan, Huayuan, Hunan, China

Kang Le Yi, Bai Zhong Zhang, Liang Long und Yun Long

Hunan De Nong Animal Husbandry Group Co. Ltd, Huayuan, Hunan, China

Liang Long und Yun Long

Shanghai BIOZERON Biotechnology Company Ltd, Shanghai, China

Ye Tao

Shanghai Institute of Nutrition and Health, Chinesische Akademie der Wissenschaften, Shanghai, China

Tao Huang

Biomedicine Discovery Institute, Abteilung für Mikrobiologie, Monash University, Clayton, Australien

Chris Greening

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Konzeptualisierung und Forschungsdesign: MW, QSL. Forschungsdurchführung und Datenerfassung: RW, QSL, ZGZ, YL. Datenanalyse: QSL, RW, YT, TH, MW, JZJ, ZYM, CG. Untersuchung: KLY, BZZ, ZLT, LL, MW. Schreiben – Originalentwurf: QSL, MW, ZGZ, ZLT, CG, EMU. Schreiben – Rezensieren und Bearbeiten: alle Autoren.

Korrespondenz mit Zhi Liang Tan oder Min Wang.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Li, QS, Wang, R., Ma, ZY et al. Die Auswahl metabolisch unterschiedlicher Mikroorganismen in der Nahrung treibt den Wasserstoffstoffwechsel bei Wiederkäuern voran. ISME J 16, 2535–2546 (2022). https://doi.org/10.1038/s41396-022-01294-9

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Eingegangen: 02. Februar 2022

Überarbeitet: 29. Juni 2022

Angenommen: 11. Juli 2022

Veröffentlicht: 05. August 2022

Ausgabedatum: November 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41396-022-01294-9

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